Manual Uni Vessel SBT6018-d

Betriebshandbuch

UniVessel ®

Kulturgefäße und Ausrüstungen

85032-542-04 Vers. 05 | 2012

Impressum

Abb. Titelseite: Beispiel für Kulturgefäß Typ UniVessel ®

Sartorius Stedim Biotech GmbH

Technische Dokumentation

August-Spindler-Strasse 11

D-37079 Göttingen

Deutschland

Internet: www.sartorius-stedim.com

E-mail: [email protected]

Status: Mai 2012

Sartorius Stedim Systems GmbH, Goettingen, Germany

Sartorius Stedim Systems GmbH

Robert-Bosch-Str. 5 – 7

34302 Guxhagen, Deutschland

Tel. +49.5665.407.0

www.sartorius-stedim.com

Copyright by Sartorius Stedim Systems GmbH, Germany.

All rights reserved.

Gedruckt in Deutschland auf chlorfreiem Papier.

Wenn Sie verbindliche Informationen zu bestimmten Eigenschaften Ihres UniVessel ® benötigen, welche über die hier beschriebenen hinausgehen, bitten wir um Ihre Anfrage.

Nachdruck, Übersetzung und Vervielfältigung in jeglicher

Form, auch auszugsweise, bedürfen der schriftlichen

Genehmigung der Sartorius Stedim Biotech GmbH.

UniVessel ® ist eingetragenes Warenzeichen der Sartorius

Stedim Biotech GmbH.

2 Impressum

Inhalt

Einleitung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

Sicherheitshinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7

1.

Überblick zum Gefäßprogramm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12

1.1

Überblick zum Gefäßprogramm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12

1.1.1

Gefäßaufbau und Funktionsmerkmale . . . . . . . . . . . . 12

1.1.2

Merkmale der Kulturgefäße . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 13

1.1.3

Schematischer Aufbau der Kulturgefäße . . . . . . . . . . 14

1.2

UniVessel

®

0,5 L . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

1.3

UniVessel

®

1 L, doppel- und einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15

1.3.1

UniVessel

®

1 L, doppelwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15

1.3.2

UniVessel

®

1.4

UniVessel

®

1 L, einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15


1.4.1

UniVessel

®

1.4.2

UniVessel

®

2 L, doppelwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15

2 L, einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

1.5

UniVessel

®


1.5.1

UniVessel

®

5 L, doppelwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

1.5.2

UniVessel

®

1.6

UniVessel

®

5 L, einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

10 L, doppel- und einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

1.6.1

UniVessel

®

1.6.2

UniVessel

®

10 L, doppelwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

10 L, einwandig . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

1.7

Sondergefäße und optionale Ausstattungen . . . . . . . . . . . . . 18

2.

Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme . . . . . . . . . . . . . . . 19

2.1

Vollständigkeitskontrolle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19

2.2

Kontrolle von Kulturgefäßes und Einbauteilen . . . . . . . . . . . . 19

2.3

Arbeitsplatz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

2.3.1

Aufstellen am Arbeitsplatz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

2.3.2

Werkzeug . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

2.3.3

Autoklavierung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

2.3.4

Abmessungen und Platzbedarf | Autoklavenmaße

(Ein- und doppelwandige Gefäße) . . . . . . . . . . . . . . . . 22

3.

Interne Gefäßausrüstungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

3.1

Rührwellen und Motoranschlüsse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

3.1.1

Rührwellen und Antriebskupplungen für Direktantrieb . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

3.1.1.1

Ausstattung und Spezifikationenantrieb . . 24

3.1.1.2

Betriebshinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

3.1.1.3

Einbauhinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

3.2

Rührerelemente . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 26

3.2.1

Ausstattungen und Spezifikationen . . . . . . . . . . . . . . 26

3.2.2

Montagehinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

3.2.3

Betriebshinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

3.3

Schikanekorb, Stromstörer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 28

3.3.1


3.3.2


3.3.3


3.4

Begasungsrohr mit Ringbrause . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

3.4.1


3.4.2

Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31

3.4.3

Anschluss der Gaszufuhr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 31

3.5

Begasungsrohr mit Micro-Sparger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

3.5.1


3.5.2

Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33

3.5.3

Anschluss der Gaszufuhr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33

3.6

Begasungskorb . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 34

3.6.1


3.6.2

Einbau und Anschluss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 35

3.6.2.1

Anschluss der Membran . . . . . . . . . . . . . . . . 35

3.6.2.2

Anschluss- und Betriebshinweise für Gaszufuhr und –auslass . . . . . . . . . . . . . 36

3.7

Universal-Adapter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37

3.7.1


3.7.2

Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37

3.8

Impfstutzen (Septen) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38

3.8.1


3.8.2


3.9

Dip-Tube zur Medienzugabe oder Ernte . . . . . . . . . . . . . . . . . 39

3.9.1


3.9.2


3.10 Spinfilter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41

3.10.1 Ausstattungen und Spezifikationen . . . . . . . . . . . . . . 41

3.10.2 Betriebshinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

3.10.2.1 Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

3.10.3 Aufbaubeispiele für den Einsatz des Spinfilters: . . . . 44

3.11 Leitrohr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45



3.11.2.1 Montage im Kulturgefäß . . . . . . . . . . . . . . . 46

3.11.2.2 Montage von Spinfilter und Rührer . . . . . . 46

3.11.2.3 Besondere Hinweise zum Einsatz im Prozess . . . . . . . . . . . . . . . . . 46

3.12 Blindstopfen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47



3.13 Vierfach Zugabestutzen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48



3.13.2.1 Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

3.13.2.2 Anschluss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 48

3.14 Impfstutzen (Septen) d 19 mm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49



3.14.2.1 Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 49

3.14.2.2 Transfer der Impfkultur oder sonstigen Medien . . . . . . . . . . . . . . . . . 49

3.15 1 Kanal-Anstechgarnitur . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50


3.15.2 Bedienungshinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 50

3.15.2.1 Vorbereiten der Anstechgarnitur

(autoklavierbare Medien, Impfkultur) . . . . . 50

3.15.2.2 Vorbereiten der Anstechgarnitur

(nichtautoklavierbare Medien) . . . . . . . . . . . 50

3.15.2.3 Anschließen der Anstechgarnitur . . . . . . . . 51

3.16 Antischaumscheibe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51

3.16.1 Funktionsweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51


3.17 Port-Adapter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52

3.17.1 Funktionsweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 52


4.

Sonden und Sensoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

4.1

Pt-100-Temperaturfühler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

4.1.1


4.1.2


4.1.2.1

Montage der Sonde ohne Leerhülse . . . . . . 54

4.1.2.2

Montage mit Leerhülse . . . . . . . . . . . . . . . . . 54

4.1.2.3

Bedienhinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54

4.2

Antischaum- und Niveauelektrode . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 55

4.2.1


4.2.2


4.3

pH-Elektrode . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 56

4.3.1


4.3.1.1

Reaktivieren von pH-Elektroden . . . . . . . . . 58

4.3.1.2

Kalibrieren der pH–Elektrode . . . . . . . . . . . . 58

4.3.1.3

Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58

4.3.1.4

Anschluss und Inbetriebnahme . . . . . . . . . . .58

4.3.1.5

Sonstige Hinweise . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59

Inhalt 3

4.4

pO

2

-Sensoren . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59

4.4.1


4.4.1.1

Polarografische Elektroden . . . . . . . . . . . . . 60

4.4.1.2

Optische pO

2

Sonden . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60

4.4.2


4.4.2.1

Montage und Anschluss . . . . . . . . . . . . . . . . 60

4.4.2.2

Kalibrierung polarografischer Elektroden . . 61

4.4.2.3

Kalibrierung optischer Elektroden . . . . . . . . 61

4.5

Redox-Elektrode . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62

4.5.1


4.5.2


4.5.2.1

Reaktivieren von Redox Elektroden . . . . . . . 62

4.5.2.2

Kalibrieren der Redox-Elektrode . . . . . . . . . 62

4.5.2.3

Montage und Anschluss . . . . . . . . . . . . . . . . 63

4.6

Trübungssonde FUNDALUX ® II . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63

5.

Externes Zubehör zum Einbau und Anschluss . . . . . . . . . . . . . . . . 64

5.1

Abluftkühler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64

5.1.1


5.1.2


5.1.2.1

Montage am Kultur gefäß ohne Klapphalterung . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65

5.1.2.2

Aufbau mit Klapphalterung . . . . . . . . . . . . . 66

5.1.2.3

Umklappen des Abluftkühlers . . . . . . . . . . . 66

5.1.2.4 Anschließen der Kühlwasserversorgung . . . 66

5.2

Sterilfilter für Gaszufuhr und Abluft . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67

5.2.1


5.2.2


5.2.2.1

Montage und Anschliessen des Zuluftfilters 67

5.2.2.2 Montage und Anschluss des Abluftfilters . . 68

5.2.2.3

Abluftfilter beim Membranbegasungskorb 68

5.2.2.4

Anschluss des Bioreaktors . . . . . . . . . . . . . . . 68

5.3

Kühlfinger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69

5.3.1


5.3.2


5.3.2.1

Montage am Kulturgefäß . . . . . . . . . . . . . . . 70

5.3.2.2

Anschluss und Betrieb der Kühlwasserzufuhr . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70

5.4

STT-Kupplung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 71

5.4.1


5.4.2


5.4.2.1

Montage . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72

5.4.2.2

Anschluss der STT Schnellkupplung . . . . . . . 72

5.4.2.3

Überführen von Medium . . . . . . . . . . . . . . . 72

5.5

Bypass-Probennehmer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73

5.5.1


5.5.2


5.6

Weiteres Zubehör . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 74

6.

Gefäßausrüstung vor Prozessbeginn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75

6.1

Korrekturmittelflaschen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75

6.1.1


6.1.2


6.1.2.1

Vorbereitung und Anschluss der Flaschen . 76

6.2

Handprobennehmer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77

6.2.1


6.2.2


6.2.3

Bedienhinweise für die Probenentnahme . . . . . . . . . . 79

6.3

Flaschenhalter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 79

7.

Anhang . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81

7.1

Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81

7.1.1

Maßnahmen nach vorangegangenem Einsatz . . . . . 81

7.1.2

Demontage der Kulturgefäße . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81

7.1.3

Rührwellen und Motoranschlüsse |

Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82

7.1.3.1

Reinigung der Rührwellen nach Prozessende . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 82

7.1.4

Rührerelemente | Reinigung und Wartung . . . . . . . 83

7.1.5

Schikanekorb, Stromstörer | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83

7.1.6

Begasungsrohr mit Ringbrause | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83

7.1.7

Begasungsrohr mit Micro-Sparger | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84

7.1.8

Begasungskorb | Überprüfung, Reinigung und

Wartungder Kulturgefäße . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84

7.1.9

Universal-Adapter | Reinigung und Wartung . . . . . 85

7.1.10 Impfstutzen (Septen) | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85

7.1.11 Dip-Tube zur Medienzugabe oder Ernte |


7.1.12 Spinfilter | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . 86

7.1.13 Leitrohr | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . 86

7.1.14 Blindstopfen | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . 87

7.1.15 Pt-100 – Temperaturfühler | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87

7.1.16 Antischaum- und Niveauelektrode |


7.1.17 4-fach Zugabestutzen | Reinigung und Wartung . . 87

7.1.18 STT-Kupplung | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . 88

7.1.19 pH-Elektrode | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . 88

7.1.20 pO

2

-Sensoren | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . 89

7.1.21 Redox-Elektrode | Reinigung und Wartung . . . . . . . 89

7.1.22 FUNDALUX ® II | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . 90

7.1.23 Abluftkühler | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . 91

7.1.24 Sterilfilter für Gaszufuhr und Abluft |


7.1.25 Impfstutzen (Septen) d 19 mm | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91

7.1.26 1-Kanal-Anstechgarnitur | Reinigung und Wartung 92

7.1.27 Kühlfinger | Reinigung und Wartung . . . . . . . . . . . . 92

7.1.28 Bypass-Probennehmers | Reinigung und Wartung . 92

7.1.29 Korrekturmittelflaschen | Reinigung und Wartung 92

7.2

Temperiermedium . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 93

7.3

Montage und Ausrüstung (Überblick) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 94

7.3.1

Ausstattungsmöglichkeiten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 94

7.3.2

Allgemeine Hinweise zum Einbau von Gefäßausrüstungen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 94

7.3.3

Einbau neuer Glasgefäße . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95

7.3.4

Montage der Glasgefäße im Stativ . . . . . . . . . . . . . . 96

7.3.4.1

Doppelwandige Kulturgefäße . . . . . . . . . . 96

7.3.4.2

Einwandige Kulturgefäße . . . . . . . . . . . . . . 96

7.3.5

Schlauchanschlüsse bei Doppelmantel-Glasgefäßen 96

7.3.6

Einbau von Gefäßausrüstungen . . . . . . . . . . . . . . . . 97

7.3.7

Einbau und Anschluss sonstiger Ausrüstungen . . . . 97

7.4

Vorbereitung der Kulturgefäße für den Prozess . . . . . . . . . . 100

7.4.1

Füllen des Doppelmantels bei

Doppelmantelgefäßen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100

7.4.2

Befüllen der Kulturgefäße . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100

7.4.3

Sonstige Massnahmen vor einem Prozess . . . . . . . . 101

7.4.3.1

Montage des Motors auf der Rührwelle . . 101

7.4.3.2

Anschliessen der Belüftung | Begasung . . . 101

7.4.3.3

Anschliessen der Sensoren . . . . . . . . . . . . . 101

7.4.3.4

Anschliessen der Korrekturmittelzufuhren 101

7.4.3.5

Anschliessen des Temperiersystems . . . . . . 102

7.4.3.6

Prozessstart . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102

7.5

Montage und Bedienung von Sondergefäßen . . . . . . . . . . . 102

7.6

Dekontaminationserklärung . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 103

4

Inhalt

Einleitung

I. Einführung

II. Hinweise zur bestimmungsgemäßen

Verwendung

Einleitung

Diese Dokumentation beschreibt Kulturgefäße und Ausrüstungen der

Bioreaktoren BIOSTAT ® Aplus, Bplus, Qplus, B, B-DCU I und B-DCU II der

Sartorius Stedim Systems GmbH.

BIOSTAT ® Aplus BIOSTAT ® Bplus BIOSTAT ® B

BIOSTAT ® B

-DCU I

BIOSTAT ® B

-DCU II

BIOSTAT ® Qplus

Der Lieferumfang eines Bioreaktors kann ein oder mehrere Kulturgefäße enthalten, mit Ausrüstungen, wie sie für den jeweiligen Reaktortyp und das Gefäß verfügbar sind oder kundenspezifisch festgelegt wurden.

Die Dokumentation zeigt die Handhabung der Kulturgefäße und Ausrüstungen – soweit relevant – bei der Montage und Einrichtung, im Betrieb sowie bei üblichen

Wartungsarbeiten durch den Benutzer.

Die Kulturgefäße UniVessel ® dienen zum Kultivieren von Mikroorganismen und Zellen in diskontinuierlichen und kontinuierlichen Prozessen. Sie dürfen nur mit Ausrüstungen und unter solchen Betriebsbedingungen eingesetzt werden, wie sie in der Gerätedokumentation oder – bei abweichenden Spezifikationen – in ergänzenden Unterlagen beschrieben sind. Änderungen an der gelieferten Ausführung dürfen nur nach vorheriger Rücksprache und ausdrücklicher Zustimmung von der Sartorius Stedim

Biotech GmbH durchgeführt werden! Sartorius Stedim Systems GmbH gibt keine

Gewährleistung und haftet nicht für den Einsatz unter anderen Gegebenheiten

(bezogen auf Ausrüstung, Betriebsgrößen und Betriebsabläufe). Die sichere Verwendung der Kulturgefäße und Ausrüstungen setzt voraus, dass die Benutzer für den

Umgang mit den Geräten, Kulturen und Medien in der vorgesehenen Anwendung qualifiziert sind und die dabei möglichen Risiken kennen.

Alle Angaben in diesem Handbuch beziehen sich auf den Aufbau und die Ausrüstung der Kulturgefäße, wie sie bei der Erstellung bekannt waren. Irrtümer sind vorbehalten.

Der Lieferumfang eines Bioreaktors bzw. Kulturgefäßes muss nicht alle beschriebenen

Ausrüstungen enthalten. Der Aufbau und die Spezifikationen der Teile können von der Beschreibung in dieser Dokumentation abweichen.

Einleitung

5

III. Zeichenerklärung

Abgesehen von Verpflichtungen durch bei der Auslegung, Entwicklung und Herstellung anwendbaren Richtlinien, Gesetze bzw. Normen oder durch vertragliche Vereinbarungen kann Sartorius Stedim Systems nicht zusichern, dass sich die Kulturgefäße und Ausrüstungen für eine vorgesehene Verwendung eignen.

Die Kulturgefäße und Ausrüstungen sind Beispiele aus dem Produktprogramm der

Sartorius Stedim Systems GmbH. Wenn Sie Fragen zum weiteren Produktprogramm haben, können Sie sich wenden an:

Sartorius Stedim Systems GmbH

Robert-Bosch-Str. 5 – 7

34302 Guxhagen, Deutschland

Tel. +49.5665.407.0

Internet: www.sartorius-stedim.com

Hinweise mit dem Symbol „Warnung“ und dieser Formatierung bezeichnen

Gefahren, die mit hoher Wahrscheinlichkeit zu erwarten sind und schwere

Verletzungen zur Folge haben können.

Hinweise mit dem Symbol „Vorsicht“ und dieser Formatierung bezeichnen

Gefahren, die bei Missachtung der Hinweise eintreten und Verletzungen nach sich ziehen können.

Hinweise mit „ACHTUNG!“ kennzeichnen Risiken, die zu Sachschäden führen können.

Hinweise mit dieser Kennzeichnung zeigen Schritte, die mit besonderer Sorgfalt auszuführen oder bei denen wichtige Aspekte zu beachten sind.

y

Der Merkpunkt kennzeichnet sonstige wichtige Informationen.

1., 2., ...

Nummerierte Absätze zeigen Schritte, die nacheinander abgearbeitet werden.

t

Diese Auszeichnung verweist auf Informationen an anderer Stelle.

Der Einsatz von Bioreaktoren ist mit möglichen Risiken verbunden. Diese können durch die zugeführten Energien verursacht werden (Stromversorgung, mit Druck beaufschlagte Medien, z. B. Wasser, Luft und Gase) oder von den Geräten und Ausrüstungen ausgehen, z. B. bei Transport, Aufstellung und Anschluss am Arbeitsplatz,

Ausrüstung für den Prozess und dessen Durchführung sowie bei Außerbetriebnahme und Wartung). Weitere Risiken können vom Prozess ausgehen, z. B. biologische oder chemische Risiken durch die Kulturen oder verwendeten Medien.

Gefahren- und Sicherheitshinweise in dieser Dokumentation gelten nur für beschriebene Geräte und Ausrüstungen. Sie ergänzen sonstige Vorschriften, die für den

Prozess und die eingesetzten Kulturen und Medien zu beachten sind. Anwendungen, von denen besondere Gefahren ausgehen, können zusätzliche Sicherheitsausstattungen der Geräte oder am Arbeitsplatz und besondere Maßnahmen zum Schutz von

Personal und Arbeitsumfeld erforderlich machen. Diese Dokumentation geht nicht näher auf solche Umstände und gesetzliche oder in anderer Weise verpflichtende

Vorschriften und erforderliche Vorkehrungen ein.

6

Einleitung

IV. Sicherheitshinweise

Organisatorische Vorkehrungen

y Für den Geräteeinsatz verantwortliche Personen müssen prüfen, ob von der

Anwendung besondere Gefahren für Personal und Arbeitsumfeld ausgehen können. In diesem Fall sind geeignete Sicherheitsbestimmungen zu erlassen und

Schutzeinrichtungen bereitzustellen.

y Nur dazu autorisierte Personen dürfen sich am Arbeitsplatz aufhalten und

Geräte und Ausrüstungen bedienen. Das Personal muss im vorgesehenen Prozess mögliche Gefahren kennen und die erforderlichen Maßnahmen für dessen sichere

Durchführung beachten. Die sichere Bedienung der Geräte und Ausrüstungen setzt voraus, dass alle Benutzer entsprechend qualifiziert sind sich mit deren

Handhabung sorgfältig vertraut machen. y Benutzer müssen geeignete Arbeitskleidung und persönliche Schutzausrüstungen tragen, soweit erforderlich (Handschuhe, Schutzbrillen und z. B. Atemschutz).

Transportwege und Arbeitsplatz

y Transportwege und der Arbeitsplatz müssen ausreichend dimensioniert sein und alle Geräte und Ausrüstungen tragen können. Beachten Sie die Abmessungen und das Gewicht aller Teile. Verwenden Sie zum Transport und Aufstellen am Arbeitsplatz geeignete Hilfsmittel.

y Der Arbeitsplatz muss geeignet sein, kontaminierte Geräte und Arbeitsflächen zu desinfizieren und zu reinigen.

Montage und Ausrüstung

Verletzungsgefahr durch Glasbruch und Glassplitter.

Glasgefäße (Kulturgefäße, Flaschen für Korrekturmittelzufuhr und

Probenentnahme) können durch unsachgemäßen Gebrauch beschädigt werden und zerbrechen.

Behandeln Sie alle Glasgefäße besonders vorsichtig. Prüfen Sie sie auf

Beschädigungen. Verwenden Sie keine beschädigten Glasgefäße (schon bei

Verdacht auf Beschädigung).

1.

Verwenden Sie für die Kulturgefäße nur Ausrüstungen, die Sartorius Stedim

Systems GmbH freigegeben hat.

2.

Überprüfen Sie die einwandfreie Beschaffenheit aller Gefäße und Ausrüstungen, insbesondere die Dichtungen und O-Ringe. Ersetzen Sie Dichtungen bei Verschleiß, z.B. wenn sie Risse oder Aufrauungen zeigen.

Autoklavensterilisation

Verletzungsgefahr, insbesondere bei großen, schweren Kulturgefäßen.

Beachten Sie das Gewicht der vollständig ausgerüsteten, und mit Medium befüllten Kulturgefäße.

Verwenden Sie geeignete Transportmittel und Hebeeinrichtungen.

Lassen Sie sich helfen.

Glasgefäße können beim Autoklavieren durch unzuläßigen Überdruck zerstört werden.

Sie dürfen die Abluftstrecke nicht abklemmen. Während der Sterilisation sorgt der Abluftfilter für den sterilen Druckausgleich zwischen dem Medienraum im

Kulturgefäß und der Umgebungsluft.

Sie dürfen bei Doppelmantelgefäßen den oberen Ausgang nicht verschließen.

Der offene Adapter oder Schlauchanschluss bewirkt den Druckausgleich zwischen Doppelmantel und Umgebungsluft.

Sicherheitshinweise

7

8

Sicherheitshinweise y Vor Aufstellen des Kulturgefäßes im Autoklaven überprüfen Sie die korrekte

Montage aller Ausrüstungen. Alle Einbauteile und angeschlossenen Peripheriegeräte müssen sorgfältig und sicher befestigt sein.

y Nach dem Autoklavieren warten Sie, bis alle Ausrüstungen abgekühlt sind.

Tragen Sie Schutzhandschuhe zum Hantieren noch heißer Gefäße und

Ausrüstungen.

Betrieb im Prozess

Verletzungsgefahr durch Glasbruch und Glassplitter.

Glasgefäße (Kulturgefäße, Flaschen) können bei Beschädigung durch unsach gemäßen Gebrauch und nach Beaufschlagen mit unzuläßigem

Überdruck zerbrechen.

Der maximal zulässige Innenraumdruck des Kulturgefäßes beträgt 1,3 bar(ü).

Die Bioreaktorsteuerungen der BIOSTAT

®

Reihe verfügen über ein Sicherheitsventil in der Zuluftstrecke. Bei Verwendung mit anderen Bioreaktorsteuerungen muss der Anwender sicherstellen, dass der oben genannte Innenraumdruck nicht

überschritten wird. Dies kann durch die Verwendung eines externen Sicherheitsventils erreicht werden.

Bei Doppelmantelgefäßen muss der Temperierkreislauf drucklos arbeiten.

Es ist sicherzustellen, dass der Wassereingangsdruck am Doppelmantel

1,5 bar(ü) nicht überschreitet. Dieses ist entweder durch den Einbau eines

Druck reduzierventils in der Bioreaktorsteuerung oder die Verwendung eines

Externen Druckminderers sicherzustellen.

Verbrennungsgefahr!

Abhängig von der Drehzahl und der Betriebsdauer kann der Motor der Rührwelle sehr heiß werden.

Fassen Sie den Motor nicht mit bloßen Händen an.

Verwenden Sie Schutzhandschuhe.

Gefahr durch Kontakt mit infektiösen, ätzenden oder anderen gesundheits gefährdenden Substanzen.

Behandeln Sie die Ausrüstungen, Kulturen, Medien, entnommene Proben und das Produkt sorgfältig. Beachten Sie die Sicherheitsbestimmungen für die

Kultur, das Produkt, Reststoffe und kontaminierte Ausrüstungen, insbesondere bei infektiösen Kulturen, ätzenden oder gesundheitsgefährdenden Medien.

Sterilisieren, desinfizieren und reinigen Sie kontaminierte Geräte und

Arbeitsflächen sorgfältig.

1.

Betreiben Sie die Kulturgefäße nur an zulässigen Energien, z.B. Netzanschluss

(Motoren und Heizmanschetten), Kühlwasserzufuhren (Temperierkreislauf) und

Gasversorgungen (Luft, Gase) t

„PI-Diagramm des Bioreaktors“.

2.

Betreiben Sie die Kulturgefäße nur in den Grenzen der vorgesehenen Betriebswerte, z.B. Rührwerksdrehzahl, Temperatur, Druck, Begasungsraten t

„Kenn daten, Spezifikationen, Betriebshinweise“.

3.

Vermeiden Sie den Kontakt mit drehenden Teilen t

„Rührwellenantrieb,

Kupplungen“.

4.

Überwachen Sie den Prozess sorgfältig und vergewissern sich, dass er verläuft, wie beabsichtigt oder erwartet. Prozessstörungen, Fehlfunktionen und Defekte dürfen zu keiner ungewollten Freisetzung von Kulturen und Medien führen, die

Personal oder Arbeitsumfeld gefährden und Geräte beschädigen können.

Wartung und Service

Gefährdung und Verletzungsgefahren bei Kontakt mit gesundheits gefährdenden

Kulturen und Medien.

Beachten Sie die anzuwendenden Sicherheitsrichtlinien vor Beginn von

Wartungs- und Servicearbeiten.

Bei Rücksendung von (defekten) Geräten und Ausrüstungen an die

Sartorius Stedim Systems GmbH müssen Sie nachweisen, mit welchen

Substanzen diese in Kontakt waren und was zur Dekontamination und

Reinigung unternommen wurde.

Bringen Sie eine geeignete Dekontaminationserklärung auf der Verpackung an

t

„Muster im Anhang“.

y Nur autorisierte und dazu qualifizierte Personen dürfen Wartungs- und Reparaturarbeiten zur Behebung von Defekten ausführen. Falls kein solches Personal zur

Verfügung steht, wenden Sie sich an die Sartorius Stedim Systems GmbH.

y Es dürfen nur Ersatzteile verwendet werden, die für das Kulturgefäß und die Ausrüstungen freigegeben sind.

Sie dürfen keine technischen Änderungen an Geräten und Ausrüstungen durchführen, es sei denn, die Sartorius Stedim Systems GmbH bestätigt Ihnen ausdrücklich, dass die Änderungen den sicheren und bestimmungs gemäßen Einsatz nicht beeinträchtigen.

Magnetantrieb für UniVessel ®

Verletzungsgefahr für Personen mit Herzschrittmachern!

Das vom Magneteinsatz der Rührerwelle ausgehende Magnetfeld kann Geräte stören oder beschädigen, die gegen Magnetfelder empfindlich sind.

Personen mit Herzschrittmachern dürfen nicht mit dem Magnetantrieb hantieren.

Magnetantrieb nicht in die Nähe von magnetisch empfindlichen Geräten oder

Gegenständen bringen, z.B. Datenträger, Scheckkarten, und nicht mit diesen zusammen lagern.

Heizmanschetten (für einwandige Kulturgefäße)

Gefahr von Stromschlag bei Kabelbruch, defekten Heizwendeln in der

Heizmanschette und bei defekter Isolierung der Heizwendel!

An der Heizmanschette liegt Netzspannung (120 | 230 V) an.

Verbrennungsgefahr! Die Heizmanschette kann sich auf bis zu ca. 80°C erwärmen, abhängig von der Betriebstemperatur im Kulturgefäß.

Prüfen Sie nach Lieferung, Auspacken, vor und nach jedem Gebrauch die Heizmanschette visuell auf einwandfreie Beschaffenheit. Sie dürfen die Heizmanschette nicht verwenden wenn:

– das Netzkabel, die folierte Heizseite, der Silikonschaum auf der

Isolierseite und die Laschen der Klettverschlüsse porös oder rissig sind und Falt- und Knickstellen zeigen;

– schwarze Verfärbungen der Heizseite, insbesondere am Netzkabelanschluss auftreten. Dieses deutet auf defekte Netzkabel bzw. Kabelbruch der Heizwendel in der Manschette hin!

Sicherheitshinweise

9

10

Sicherheitshinweise

2

4

1a

3

1b

Mögliche Beschädigungen an Heizmanschetten:

– Risse, Porosität am (1a) Kabelanschluss bzw. (1b) Netzkabel

– (2) Risse, Porosität der Silikonfolie über Heizwendeln

– (3) Verfärbung der Silikonfolie (Kurzschlüsse Heizwendel)

– (4) Risse, Porosität der Klettverschlüsse bzw. Befestigungslaschen

Transport und Montage

Das Netzkabel kann am Anschluss der Heizmanschette leicht abgeknickt und so beschädigt werden.

1.

Die Heizmanschette immer flach auf den Tisch legen oder ausgerollt anheben.

Nicht enger zusammenrollen als es der Rundung des Kulturgefäßes entspricht, nicht knicken oder zusammenfalten.

2.

Keine Gegenstände auf die Heizmanschette stellen. Scharfkantige und schwere

Gegenstände können die Heizwendel beschädigen und Kurzschlüsse verursachen.

3.

Heben und halten Sie die Manschette nie am Netzkabel, sondern immer nur vorsichtig an dem Rand, der dem Kabelanschluss gegenüber liegt. Das Netzkabel soll dabei nach unten hängen.

4.

Die Heizmanschette mit der folierten Seite um das Glasgefäß legen. Die mit

Silikonschaum isolierte Seite muss nach außen zeigen, sie dient als Griffschutz.

Das Netzkabel soll nach unten hängen. Führen Sie die Manschette vorsichtig zwischen den Stativstangen durch und legen sie um das Glasgefäß, bis Sie die

Klettverschlüsse bzw. Schnallen schliessen können.

Betrieb

Verbrennungsgefahr!

Berühren Sie die Heizmanschette im Betrieb nicht mit bloßen Händen.

Gefahr von Kurzschluss oder Überhitzung bei unzuläßiger Spannungs versorgung.

Schliessen Sie das Netzkabel nur an der Kontrolleinheit an.

Dieser Ausgang wird über die Temperaturregelung des Bioreaktors geschaltet.

Verwenden Sie keine sonstige Spannungsversorgung im Labor gemäß

t

„Installationsanweisung Bioreaktorsteuerung“.

1.

Verlegen Sie das Netzkabel so, dass nicht ungewollt daran gezogen werden kann.

2.

Beobachten Sie die Heizmanschette. Wenn am Netzkabelanschluss oder entlang der Heizwendel schwarze Verfärbungen auftreten, deutet dies auf defekte Heizwendel bzw. Kabel hin. Unterbrechen Sie den Betrieb. Tauschen Sie die Manschette aus.

3.

Bei Kontakt mit Spritzwasser oder Medien unterbrechen Sie den Heizbetrieb, nehmen die Heizmanschette vom Kulturgefäß ab, reinigen und trocken sie sorgfältig.

4.

In einwandfreiem Zustand sind die Heizmanschetten unempfindlich gegen

Wasser und Medien üblicher Kulturverfahren. Die Beständigkeit gegen im Labor verwendete Säuren, Laugen und Lösungsmittel müssen Sie testen.

Reinigung, Lagerung

1.

Reinigen Sie eine verschmutzte Heizmanschette vorsichtig nur mit einem feuchten Tuch, warmen Wasser oder milder Seifenlauge. Verwenden Sie für festsitzende Verunreinigungen keine harten bzw. scharfen Gegenstände oder

Lösungsmittel.

2.

Lagern Sie Heizmanschetten sauber und trocken und setzen sie nicht längere Zeit direktem Sonnenlicht aus.

Sicherheitshinweise

11

1. Überblick zum Gefäßprogramm

1.1 Überblick zum Gefäßprogramm

1.1.1 Gefäßaufbau und

Funktionsmerkmale

1. Überblick zum Gefäßprogramm

Die Kulturgefäße Typ UniVessel ® der Sartorius Stedim Systems GmbH sind Standard ausstattung der Bioreaktoren BIOSTAT ® Qplus, BIOSTAT ® Aplus, BIOSTAT ® Bplus,

BIOSTAT ® B (Lieferumfang ab dem 01.07.2012), BIOSTAT ® B-DCU I und BIOSTAT ®

B-DCU II. Die Kulturgefäße können mit Doppelmantel und einwandig ausgeführt sein.

Darüberhinaus sind Sondergefäße, z.B. Airlift- und Edelstahlgefäße verfügbar.

Das Lieferprogramm der einzelnen Bioreaktoren umfasst: y BIOSTAT

® Qplus: UniVessel ® mit Doppelmantel und Arbeitsvolumina von maximal

0,5 L oder 1,0 L y BIOSTAT

® Aplus: einwandige Gefäße UniVessel ® , mit Arbeitsvolumina von maximal

1 L, 2 L und 5 L y BIOSTAT

® Bplus, BIOSTAT ® B und B-DCU I: UniVessel ® mit Arbeitsvolumina von 1 ... 10 L; Sonderausführungen, z.B. Airlift-Gefäße 2 L und 5 L, sowie

Edelstahlgefäße BS 5 und BS 10 (siehe gesonderte Bedienungsanleitung) y BIOSTAT

® B-DCU II: das gesamte Gefäßprogramm (z.Zt. ohne o.a. Sonderausführungen) y Die Doppelmantelgefäße sind vorgesehen für die Temperierung über einen

Temperierkreislauf mit Wasser bei Umgebungsdruck. Um die Beaufschlagung des

Doppelmantels mit Überdruck zu verhindern, wird der Kreislauf über spezielle

Schnellkupplungen am Kulturgefäß angeschlossen:

– der untere Zugang zum Doppelmantel hat eine selbstschließende

Schnellkupplung

– der obere Ablauf vom Doppelmantel hat einen offenen Schlauchstecker

Dadurch kann sich bei der Autoklavensterilisation beim Aufheizen kein Überdruck bzw. beim Abkühlen kein Unterdruck bilden.

y Die einwandigen Gefäße werden mit einer Heizmanschette elektrisch beheizt und können über einen Einbau-Kühlfinger gekühlt werden. Die Heizmanschetten werden um den Glasmantel gelegt und über die zugehörige Spannungsversorgung der Versorgungseinheit angesteuert.

y Die Kulturgefäße UniVessel

® besitzen einen Rührerantrieb (Obenantrieb).

Der Motor kann über eine mechanische oder magnetische Kupplung mit der

Rührerwelle verbunden werden.

y Die UniVessel

® haben ein Höhen-Durchmesser-Verhältnis von etwa 2:1 (2.5:1 bei

UniVessel ® 10 L), mit einem konkaven Innenboden, wie er sich für Kulturen von

Mikroorganismen und tierischen Zellen bewährt hat. y Die Kulturgefäße UniVessel

® werden in ein Stativ platziert. An diesem Stativ kann der Halter für die Korrekturmittelgefäße befestigt werden, was die Unterbringung im Autoklaven und platzsparende Aufstellung am Arbeitsplatz erleichtert. y Die Kulturgefäße können mit angeschlossenen Ausrüstungen autoklaviert werden, z.B. Zu- und Abluftfilter, Korrekturmittelflaschen, Transferleitungen für

Korrekturmittel, Zubehör für für Probennahmen, etc.

Der Autoklav muss groß genug sein, um das Kulturgefäß mit angeschlossenen

Komponenten, jedoch ohne Motor, stehend aufzunehmen, vgl. Hinweise zu den t

„Abmessungen“ weiter unten. y Der Platzbedarf eines Bioreaktors am Arbeitsplatz hängt ab von der Versorgungsund Kontrolleinheit, den Kulturgefäßen und angeschlossenen Peripheriegeräten.

Angaben zu den Abmessungen der Kulturgefäße finden Sie in diesem Handbuch.

Angaben zum Platzbedarf der Bioreaktoren, z.B. BIOSTAT ® Aplus, BIOSTAT ® Qplus,

BIOSTAT ® Bplus, BIOSTAT ® B oder BIOSTAT ® B-DCU I/II enthalten die Handbücher zu den Bioreaktoren in den Abschnitten t

„Installation“ bzw. „Einrichtung und

Betrieb“ in der mit einem Bioreaktor gelieferten Technischen Dokumentation.

12 Überblick zum Gefäßprogramm

1.1.2 Merkmale der Kulturgefäße Grundausstattung: y Glasgefäße mit internem Medienraum mit Rundboden, aussenliegendem Doppelmantel für den Anschluss an den Temperierkreislauf oder einwandige Gefäße, für

Betrieb mit elektrischer Heizmanschette y Polierter Edelstahldeckel mit Handgriffen, mit Blindstopfen für alle Deckelöffnungen y Edelstahlstativ mit abnehmbarem Halter für Vorlagegefäße y Materialien:

– Glasteile aus Borosilikatglas

– produktberührte Stahlteile aus Edelstahl 1.4435, sonstige aus Edelstahl 1.4301

– Dichtungen aus EPDM (Ausführung mit FDA-Zulassung)

Ausstattungsmöglichkeiten (der tatsächliche Lieferumfang hängt ab vom Bioreaktor und der Kundenspezifikation) y Zugabe-|Impfstutzen mit Septum y Mehrfach-Zugabestutzen (3-fach für Deckelöffnungen d 12 mm, 4-fach für

Deckelöffnungen d 19 mm)) y Ernterohre mit verstellbarer Einbauhohe, Ernterohre gebogen zur Komplett entleerung der Kulturgefäße y Sterilfilter für Begasung und Abluft

– Abhängig von Gefäßtyp und -grösse: Membranfilter Midisart bzw. Filter kartusche Sartofluor y Abluftkühler y Sensoren:

– Pt 100 Temperaturfühler

– pH-Elektrode

– pO

2

-Elektrode

– Antischaumsonde

– Niveausonde y 3 Vorlageflaschen für Säure, Lauge, Antischaummittel und Substrat (250 mL, 500 mL und 1000 mL) y Begasungsrohr mit Begasungsring oder Micro-Sparger

– optional: Begasungskorb mit Silkonschlauch zur blasenfreien Begasung y Gefäßeinsatz mit Stromstörern y Rührerschaft mit Gleitringdichtung y Direkt- oder Magnetmotorkupplung y 6-Blatt-Scheibenrührer oder 3 Blatt-Segmentrührer y Handprobenehmer y Fundalux-Sonden zur Trübungsmessung, Redox-Sensoren y Impfgarnitur M26x1 für Deckelöffnungen 19 mm y Bypass Sampler y STT-Schnellkupplungen für sterilen Anschluss externer Zugaben oder Erntegefäße y Spinfiltermodule zum Perfusionsbetrieb mit

– Filtergewebe der Maschenweiten von z.B. 10 μm, 20 μm, 40 μm oder 75 μm;

– speziellem Ernterohr zur Medienentnahme aus dem Spinfiltermodul

– Leitrohr zu vertikalen Strömungsführung, wenn kein Begasungskorb eingebaut ist

Überblick zum Gefäßprogramm 13

1.1.3 Schematischer Aufbau eines Kulturgefäßes

Der Schematische Aufbau eine Kulturgefäßes wird hier anhand eines doppelwandigen

UniVessels ® erklärt.

1.2 UniVessel ® 0,5 L

Deckel

Vessel (doppelwandig)

Halter | Stativ

Verschleißteil-Set mit Schläuchen (ohne Abbildung)

Art.-Nr.

Beschreibung, besondere Merkmale, Verwendungen

BB-8846351 UniVessel ® 0,5 L, doppelwandig

Bestehend aus:

– Doppelwandiges Glasgefäß mit Rundboden

– Gesamtvolumen 0,75 L,

– Arbeitsvolumen 0,15 – 0,5 L

– Edelstahldeckel

Werkstoff:

– Produktberührt:

– Borosilikatglas

– Edelstahl 1.4435

– EPDM (FDA)

– Andere:



1.3 UniVessel ® doppelwandig

1 L, doppel- und einwandig

1.3.1 UniVessel ® 1 L,

1.3.2 UniVessel ® 1 L, einwandig

1.4 UniVessel doppelwandig

® 2 L, doppel- und einwandig


Art.-Nr.


BB-8846352 UniVessel ® 1 L, doppelwandig

Bestehend aus:



– Arbeitsvolumen 0,4 – 1 L

– Edelstahldeckel mit vertikalen Handgriffen

– Edelstahlstativ zur Aufnahme des Kulturgefäßes

Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:


Art.-Nr.


BB-8846326 UniVessel ® 1 L, einwandig

Bestehend aus:

– Einwandiges Glasgefäß mit Rundboden





Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:


Art.-Nr.



Bestehend aus:


– Gesamtvolumen 3 L,




Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:



1.4.2 UniVessel


® 2 L, einwandig




Art.-Nr.


BB-8847255 UniVessel ® 2L einwandig; ohne Zubehör

Bestehend aus:






Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:


Art.-Nr.



Bestehend aus:






Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:


Art.-Nr.


BB-8847278 UniVessel ® 5 L, einwandig

Bestehend aus:






Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:







Art.-Nr.



Bestehend aus:



– Arbeitsvolumen 1,5 – 10 L oder 5 – 10 L

(abhängig von den Einbaulängen der Ausrüstungen)



Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:


Art.-Nr.


BB-8846356 UniVessel ® 10L einwandig; ohne Zubehör

Bestehend aus:



– Arbeitsvolumen 1,5 – 10 L oder 5 – 10 L

(abhängig von den Einbaulängen der Ausrüstungen)



Werkstoff:


– Borosilikatglas


– EPDM (FDA)

– Andere:



1.7 Sondergefäße und optionale Ausstattungen

Unterlagen für Sondergefäße und optionale Gefäßausstattungen werden nur dann mitgeliefert, wenn diese zum Lieferumfang des Bioreaktors gehören.

Für Ihre Prozesse und Anwendungen ist des weiteren eine große Auswahl an diversen

Sonderanfertigungen und Zubehörteilen erhältlich.

Bei Bedarf, Interesse und Fragen wenden Sie sich bitte an: [email protected]


2. Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme

2.1 Vollständigkeitskontrolle

2.2 Kontrolle von Kultur gefäßes und Einbauteilen

2. Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme

Alle Kulturgefäße durchlaufen vor Auslieferung eine umfassende Funktionsprüfung.

Darin einbezogen sind alle zum Lieferumfang gehörenden Komponenten und

Zubehörteile.

Bei Auslieferung können Teile der Grundausstattung oder entsprechend der

Auftragsspezifikation bereits in den Kulturgefäßen montiert sein t

„Bestell- | Lieferunterlagen“. Weitere Einbau- und Zubehörteile, z.B. Sensoren und Zubehör für den

Anschluss an die Peripheriegeräte, liegen separat bei und können eingebaut und angeschlossen werden, wie für die Anwendung erforderlich.

Sie dürfen die Kulturgefäße nur mit Komponenten ausrüsten, die die Sartorius

Stedim Systems GmbH dafür freigegeben hat

t

„Gefäßzeichnungen, Ausstattungslisten, Bestellumfang“.

1.

Prüfen Sie, ob Kulturgefäße, Gefäßausstattungen und Zubehör in den gewünschten Ausführungen geliefert wurden.

2.

Reklamieren Sie falsche Lieferungen sowie Transportschäden schnellstmöglich nach Erhalt.

Verletzungsgefahr durch Glasbruch bei Bruch der Glasgefäße.

Schon Haarrisse am Glas können die Festigkeit so einschränken, dass ein sicherer Betrieb nicht mehr möglich ist. Beschädigte Glasgefäße dürfen nicht autoklaviert oder im Prozess eingesetzt werden.

1.

Prüfen Sie vor dem Zusammenbau eines Kulturgefäßes alle Komponenten auf

Beschädigungen, insbesondere alle Glasteile und Dichtungen.

2.

Vergewissern Sie sich, dass alle Öffnungen und Anschlussadapter die passenden

O-Ringe enthalten und dass diese sauber und unbeschädigt sind.

Schmutzige oder defekte Dichtungen können die Ursache von Kontaminationen sein. Dichtungen sollten regelmäßig ausgetauscht werden. Leichtes Einfetten der

Dichtungen mit Silikonpaste vor Montage der Teile verringert ein Festkleben der

Komponenten, zum Beispiel beim Autoklavieren.

Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme 19

2.3 Arbeitsplatz

2.3.1 Aufstellen am Arbeitsplatz

2.3.2 Werkzeug

2.3.3 Autoklavierung y Sie können die Kulturgefäße an allen Arbeitsplätzen aufstellen, z.B, auf

Labortischen, die

– ausreichende Stellfläche für den gesamten Bioreaktor bieten und dessen Gewicht tragen können

– bequemen und sicheren Zugang zu allen Teilen des Bioreaktors erlauben, die bedient werden müssen

– den Anforderungen aus dem Prozess z.B. an die biologische Sicherheit entsprechen und beständig gegen die Einwirkung eingesetzer Medien, z.B. Säuren und Laugen sind

– leicht gereinigt und, falls erforderlich, desinfiziert und dekontaminiert werden können.

y Der Platzbedarf hängt vom Bioreaktor, der Anzahl und Grösse der Kulturgefäße sowie den anzuschliessenden Peripherieeinrichtungen ab. Angaben zu den

Dimensionen finden in den Zeichnungen der Kulturgefäße bzw. in den Installationshinweisen des Bioreaktors.

Für die nachfolgend beschriebenen Tätigkeiten an den Einbauten der UniVessel ® wird jeweils ein spezieller Werkzeugsatz benötigt.

Verwenden Sie zur ordnungsgemäßen Durchführung aller, in diesem Handbuch beschriebenen, Tätigkeiten, ausschließlich die in der folgenden Tabelle aufgeführten Werkzeugsets!

UniVessel ® -Typ

UniVessel ® 0,5 L

UniVessel ® 1 L

UniVessel ® 2 L

UniVessel

®

5 L

UniVessel ® 10 L

Werkzeugset-Nummer

BB-38247089

BB-38247097

BB-38247100

BB-38247119

BB-38247127

Bruchgefahr bei Überdruck: Die Abluftleitung dürfen Sie für die Sterilisation nicht abklemmen. Das Kulturgefäß entlüftet bei der Sterilisation über den

Abluftfilter. Während und nach der Sterilisation erfolgt hier der sterile Druckausgleich !

Transportieren Sie das Kulturgefäß und stellen es so im Autoklaven auf, dass sich bereits montierte Anschlussleitungen und Komponenten nicht lösen können.

Verwenden Sie keinen Vakuumautoklaven.

Vakuum kann ein Aufschäumen des Kulturmediums bewirken. Schaum, der in den Zuluft- oder Abluftfilter eindringt, kann diese blockieren und unbrauchbar machen.

Autoklavieren Sie das Kulturgefäß und die angeschlossenen Teile bei 121 °C.

Vermeiden Sie höhere Sterilisationstemperaturen.

Dieses kann Einbauteile, z.B. Sensoren, beschädigen!

20 Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme

1.

Für eine sichere Sterilisation (Abtötung thermophiler Sporen) muss die Kern temperatur im Kulturgefäß für mindestens 20 Min. bei Sterilisationstemperatur gehalten werden. Als Richtwert läst sich ansetzen, dass die Sterilisation beim

2 L-Kulturgefäß ca. 40 Min. dauert, beim 5 L-Kulturgefäß ca. 60 Min. usw.

2.

Die Bedingungen für eine sichere Sterilisation, z.B. die Aufenthaltsdauer im Autoklaven, müssen Sie empirisch ermitteln. Beachten Sie die Dokumentation zum

Autoklaven. Dazu können Sie in Vorversuchen kommerziell erhältliche Testsporen

(z.B. Bacillus steathermophilus) im Kulturgefäß autoklavieren.

Vor dem Autoklavieren

1.

Überprüfen Sie alle Deckelöffnungen und eingebauten Komponenten. Schliessen

Sie offene Deckelöffnungen. Adapter und Verschraubungen müssen gut handfest angezogen sein.

2.

Stellen Sie die Korrekturmittelflaschen in die Halter am Kulturgefäß. Fixieren Sie bewegliche Teile (Kabel, Schläuche , etc.), damit sie sich beim Transport nicht lösen können. Um Schläuche an den Eingängen des Kulturgefäßes zu fixieren, empfiehlt es sich, diese mit Kabelbindern zu sichern.

3.

Klemmen Sie den Zuluftschlauch und alle Schläuche an Einbauteilen, die in das Medium tauchen, ab. Während der Sterilisation darf kein Medium in die

Schläuche gedrückt werden.

4.

Der Rührwerksmotor ist nicht autoklavierbar. Falls bereits auf dem Kulturgefäß montiert, lösen Sie die Feststellschraube und nehmen den Motor vom Rühr wellenadapter ab.

5.

Ziehen Sie die Verbindungskabel der Sensoren so weit wie möglich ab.

– Umwickeln Sie die Stecker der Sensoren und am Kabel des Pt-100 mit

Aluminiumfolie, um sie vor der direkten Dampfeinwirkung bei der Sterilisation zu schützen.

– Einige Sensoren werden mit speziellen Schutzkappen geliefert, die Sie zum

Autoklavieren aufsetzen können. Für die Antischaum- und Niveausonde ist kein Schutz erforderlich.

6.

Transportieren Sie das Kulturgefäß mit allen angeschlossenen Ausrüstungen zum

Autoklaven. Führen Sie die Sterilisation durch, wie für die sichere Abtötung aller ggf. störenden Fremdkeime erforderlich.

Achten Sie darauf, dass sich beim Transport zum Autoklaven sowie beim

Rücktransport und Aufstellen am Arbeitsplatz die am Kulturgefäß montierten

Anschlussleitungen und Komponenten nicht lösen.

Nach dem Autoklavieren

Verbrennungsgefahr durch die, beim Autoklavieren erhitzten, Ausrüstungen.

Lassen Sie das Gefäß und die angeschlossenen Komponenten im Autoklaven abkühlen. Benutzen Sie Schutzhandschuhe zur Handhabung und beim Transport.

1.

Überprüfen Sie die Deckelverschraubungen. Sie können sich durch die Wärmeausdehnung beim Erhitzen und Abkühlen lockern. Ziehen Sie sie wieder gut handfest an.

2.

Transportieren Sie das Gefäß vorsichtig zum Arbeitsplatz. Stellen Sie es so am

Grundgerät des Bioreaktors auf, dass Sie erforderliche Peripheriegeräte leicht anschließen können.

Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme 21

2.3.4 Abmessungen und

Platzbedarf | Autoklavenmaße

H

2

)

1

) Inklusive Flaschenhalter

2

) Mit augestelltem Abluftkühler und Abluftfilter

3

) Mit Stativ, ohne Medium

4

) Zur Höhenreduzierung im Autoklaven ist ein Adapter für den Abluftkühler verfügbar, wodurch dieser während des Autoklavierens zur Seite abgeklappt werden kann (siehe auch t

„Kapitel 5.1“).

1 L

2 L

5 L

10 L

B

1

)

Abb.: 1 – 10 L. Einwandiges Gefäß

Autoklavenmaß in mm

Breite (B) 1 ) Höhe (H) 2 )

200

230

540

600

260

330

730

860

Tiefe (T) 1 )

270

300

340

420

Autoklavenmaß höhenreduziert

B +

480

H

+

+ T in mm

410 + 300

530 + 510 + 410

540 + 630 + 420

4

) Gewicht

6

7

12

19

3

) in kg

22 UniVessel ®

H

2

)

Abb.: 0,5 L. Doppelwandiges Gefäß

4

5

3

) Mit Stativ, ohne Medium

)

B 4 )

1

) Inklusive Flaschenhalter

2

) Mit aufestelltem Abluftkühler und Abluftfilter

) Inklusive Flaschenhalter und Gewebeschläuchen

Zur Höhenreduzierung im Autoklaven ist ein Adapter für den Abluftkühler verfügbar, wodurch dieser während des Autoklavierens zur Seite abgeklappt werden kann

(siehe auch t

„Kapitel 5.1“).

B 4 )

B 4 )

Abb.: 1 – 10 L. Doppelwandiges Gefäß

Autoklavenmaß in mm

Breite (B) 4 ) Höhe (H) 2 ) Tiefe (T) 1 )

0,5 L (3-fach Tablar) 540

1 L 330

350

540

430

270

2 L

5 L

10 L

380

410

450

600

730

860

300

340

420

Autoklavenmaß höhenreduziert

B + H + T in mm

480 + 410 + 300

530 + 510 + 410

540 + 630 + 420

5

) Gewicht

3

) in kg

7

8

14

23

Weitere Hinweise zur Montage der Kulturgefäße finden Sie in Kapitel

t

„7.3“ und

t

„7.4“ dieser Bedienungsanleitung.

UniVessel ® 23

3. Interne Gefäßausrüstungen

3.1 Rührwellen und Motoranschlüsse

3. Interne Gefäßausrüstungen

Die Kulturgefäße UniVessel ® besitzen Rührwellen mit Gleitringdichtungen aus

Siliziumkarbid | Hartkohle. Die Rührwerksmotoren können entweder über eine

Standardkupplung mit Gleitringdichtung mit der Rührerwelle verbunden werden

(Direktantrieb) oder über eine Magnetkupplung.

y Rührwellen mit Gleitringdichtung und Standardkupplung sind bewährter

Standard für Zellkultur und mikrobielle Anwendungen.

y Rührwellen mit Gleitringdichtung und Magnetmotorkupplung kommen bei erhöhten Anforderungen an die Sterilsicherheit (Schutz vor Kontaminationen, z.B. bei Zellkulturen oder Containment-Fermentationen, um das Freiwerden infektiöser Medien zu verhindern) zum Einsatz. Mit der Magnetkupplung ergibt sich eine vollständige Kapselung der Rührwelle gegenüber der Umgebung. y Die Ausstattung bei Lieferung hängt von der Bestellung ab.

3.1.1 Rührwellen und Antriebskupplungen für Direktantrieb

3.1.1.1 Ausstattungen und

Spezifikationen

A) Antriebskupplung zwischen Rührwelle und Motor für Direktantrieb

1.

UniVessel ® 0,5 L BIOSTAT ® Qplus, B-DCU II BB-8841231

2.

UniVessel ® 1 – 5 L

3.

UniVessel ® 1 – 10 L

4.

UniVessel ® 1 L

BIOSTAT

BIOSTAT

BIOSTAT

®

®

®

Aplus

Bplus, B, B-DCU I/II

Qplus

BB-39240983

BB-8847320

BB-8841221

3.1.1.2 Betriebshinweise

B) Magnetkupplung zwischen Rührwelle und Motor

UniVessel ® 1 L – 10 L BIOSTAT ® Bplus, B-DCU I/II

UniVessel ® 1 L - 10 L BIOSTAT ® B

BB-8847339

BB-8840359

C) Rührwelle mit einfacher Gleitringdichtung (GLRD)

1.

UniVessel ® 0,5 L

2.

UniVessel ® 1 L

3.

UniVessel ® 2 L

4.

5.

UniVessel

UniVessel

®

®

5 L

10 L

BIOSTAT ® Qplus, B-DCU II BB-8841213

BB-8846340

BB-8847347

BB-8847355

BB-8847363

Hinweise zur Montage des Motors finden Sie im entsprechenden Abschnitt in diesem

Handbuch. Hinweise zum einstellen der Rührerdrehzahl enthält das t

„Installationshandbuch zum Bioreaktor“.

24 Interne Gefäßausrüstungen

3.1.1.3 Einbauhinweise

3

Gewindestift

Set screw

BB-39504689

2

Ring D36-32/11

Ring

BB-38351501

Ausbau, Wartung und Einbau (Mechanische Kupplung)

1

Kupplungshälfte D30/10H7

Coupling (stirrer shaft part)

BB-38348012

4

V-Ring

V-seal

BB-39122476

7

O-Ring 33,05 x 1,78

EPDM/FDA BB-00013794

1.

Demontieren Sie die Deckelplatte vom Kulturgefäß und legen sie auf eine ebene

Arbeitsfläche.

2.

Lösen Sie die Rührerelemente von der Welle.

3.

Drehen Sie das Lagergehäuse gegen den Uhrzeigersinn, und schrauben die

Rührewelle aus der zentralen Deckelöffnung.

4.

Prüfen Sie den O-Ring (5). Reinigen Sie ihn, falls verschmutzt oder ersetzen ihn, wenn z.B. poröse Oberfläche oder Druckstellen erkennbar sind.

5.

Stecken Sie die Rührerwelle in die zentrale Deckelöffnung. Drehen Sie das

Lagergehäuse im Uhrzeigersinn und schrauben die Rührerwelle fest.

6.

Montieren Sie die Rührerelemente, die sie für den vorgesehenen Prozess benötigen.

7.

Montieren Sie alle weiteren Ausrüstungen in die Deckelplatte, soweit sie von der

Unterseite aus festgeschraubt werden müssen.

8.

Montieren Sie die Deckelplatte auf dem Kulturgefäß.

5

O-Ring 29,82x2,62

EPDM/FDA BB-39121780

Hinweise zur Reinigung der Rührwelle finden Sie unter

t

„ 7.1.3

Rührwellen und Motoranschlüsse | Reinigung und Wartung“.

2 – 10 L mit mechanischer Gleitringdichtung

1

2

6

9

11

10

3

7

4

5

8

Ausbau, Wartung und Einbau (magnetische Kupplung)

Rührwellen mit magnetischer Kupplung werden entweder vormontiert geliefert oder zusammen mit einem Umbausatz, so dass der Anwender den Wechsel von

Direkt- auf Magnetkupplung selbst vornehmen kann.

1.

Entfernen Sie von der Standard-Antriebskupplung (Pos. 11) die Kupplungshälfte.

Lassen Sie dabei Ring und V-Ring an der Welle montiert!

2.

Montieren Sie die Hälfte von Dauermagnetkupplung (Pos. 5) auf Rührwelle, so dass der V-Ring (Pos. 9) etwas unter Druck steht.

3.

Fixieren Sie die Hälfte der Dauermagnetkupplung (Pos. 5) mit Gewindestift

(Pos. 8) auf Rührwelle.

4.

Schieben Sie das Gegenstück der Dauermagnetkupplung (Pos. 4) in die Adapterhülse (Pos. 3).

5.

Fixieren Sie den Adapter (Pos. 1) mit Gewindestift (Pos. 2) auf Motorwelle und schieben Sie diese in die Adapterhülse (Pos. 3).

6.

Schieben Sie den Adapter (Pos. 1) mit Motor in die Adapterhülse (Pos. 3) und fixieren Sie diesen mit dem Gegenstück Dauermagnetkupplung (Pos. 4) und

Gewindestift (Pos. 7).

7.

Schieben Sie nun den Adapter (Pos. 1) mit Motor, Adapterhülse (Pos. 3), Dauermagnetkupplung (Pos. 4) auf die Rührwelle (Pos. 10) und fixieren Sie dieses mit der Rändelschraube (Pos. 6).

Hinweise zur Reinigung der Rührwelle finden Sie unter

t

„ 7.1.3

Ruhrwellen und Motoranschlusse | Reinigung und Wartung“.

Interne Gefäßausrüstungen 25

3.2 Rührerelemente

3.2.1 Ausstattungen und Spezifikationen

Kulturgefäße für mikrobielle Kulturen („MO“-Versionen) enthalten 6-Blatt-Scheibenrührer. Sie eignen sich für die Durchmischung des Kulturmediums bei hohen Rührerdrehzahlen, u.a um einen hohen Sauerstoffeintrag zu erreichen.

Die Kulturgefäße für Zellkulturen („CC“-Versionen) enthalten 3-Blatt-Segmentrührer.

Sie bieten schon bei niedrigen Drehzahlen eine intensive Durchmischung und eignet sich für scherkraftempfindliche Zellen. Bei Einsatz zusammen mit einem Schlauch begasungssystem bewirken sie eine vertikale Umwälzung des Mediums.

Bei einem Spinfilter ergibt sich eine optimale Anströmung des Filtergewebes.

Für die Kultivierung von adherenten Zellen eignen sich Paddelrührer besonders gut.

Sie verhindern die Sedimentation der Microcarrier am Gefäßboden.

Alle Rührer sind aus Edelstahl 1.4435. Die Winkel der 3-Blatt Segmentrührer sind verstellbar, so dass der Anwender sowohl den Winkel als auch die Mischrichtung

(von oben nach unten oder von unten nach oben entlang der Rührwelle) selbst bestimmen kann.

A) 6-Blatt Scheibenrührer

1.

UniVessel

®

0,5 L Rührerdurchmesser 40 mm BB-8841214

2.

UniVessel

®

1 L

3.

UniVessel

®

2 L

Rührerdurchmesser 45 mm


BB-8846359

BB-8846804

4.

UniVessel

®

5 L

5.

UniVessel

®

10 L

Rührerdurchmesser 64 mm BB-8847371


B) 3-Blatt Segmentrührer

1.) UniVessel

®

0,5 L Rührerdurchmesser 40 mm BB-8841227

2.) UniVessel

®

1 L

3.) UniVessel

®

2 L



BB-8846367

BB-8847398

4.) UniVessel

®

5 L

5.) UniVessel

®

10 L



C) Paddelrührer

1.) UniVessel

®

1 L

2.) UniVessel

®

2 L

3.) UniVessel

®

5 L

4.) UniVessel

®

10 L





Verwendbarkeit vorhandener Rührer von anderen Kulturgefäßen:

Die Rührer sind an die Dimensionen der Kulturgefäße und Abmessungen der

Rührerwelle angepasst. Bei korrektem Einbau können sie nicht mit weiteren

Gefäßeinbauten kollidieren.

Rührer vorhandener Kulturgefäße sind verwendbar, wenn sie sich auf der

Rührerwelle sicher fixieren lassen. Sie dürfen nicht an anderen Gefäßeinbauten anschlagen. Auch bei hohen Rührerdrehzahlen dürfen sich die Rührer nicht ungewollt lösen können.


3.2.2 Montagehinweise y Beim oberen Rührer hängt die Einbauhöhe vom Füllvolumen ab. Der untere

Rührer ist ca. 1 cm über der Ringbrause bzw. dem microSparger zu befestigen. y Beim Segmentblattrührer beachten Sie die Drehrichtung der Rührerwelle. Je nach

Ausrichtung der Rührerblätter und in Verbindung mit dem Begasungskorb oder

Leitrohr folgt eine abwärts oder aufwärts gerichtete, vertikale Strömung.

1.

Nehmen Sie die Deckelplatte von Kulturgefäß ab.

2.

Zum Ausrichten auf der Rührerwelle lösen Sie die Schrauben (4).

Schieben Sie die Rührer in die gewünschte Höhe.

3.

Zum Umbau ziehen Sie vorhandende Rührer von der Rührwelle ab, setzen die neuen Rührer auf und schieben sie auf die gewünschte Position. y Der Lieferumfang der „CC“-Varianten der Gefäße enthält einen Segmentblatt rührer. Wenn Sie weitere Rührer benötigen (6*), müssen diese zusätzlich erworben werden.

4.

Fixieren Sie die Rührer sorgfältig mit den Schrauben (4). Die Rührer dürfen sich auch bei hohen Drehzahlen oder hochviskosen Medien nicht lockern.

Einbau verschiedener Rührervarianten:

(2) 6-Blatt-Scheibenrührer („MO“-Gefäße)

(6) Segmentblattrührer („CC“-Gefäße); die Abbildung zeigt 2 der 3 Rührerblätter

3.2.3 Betriebshinweise Rührertyp, Anordnung der Rührer, Anstellwinkel der Rührerblätter und Rührgeschwindigkeit sind so aufeinander abzustimmen, dass sich in Verbindung mit den anderen Einbauten im Kulturgefäß eine optimale Verwirbelung und Durchmischung des Kulturmediums ergibt.

Kontrollieren Sie bei niedrigen Drehzahlen, ob Totzonen im Kulturraum entstehen, oder ob hohe Drehzahlen zur Bildung von Flüssigkeitstromben führen.

Dies kann den Stoffaustausch im Kulturmedium und die Versorgung der

Mikroorganismen und Zellen mit Sauerstoff bzw. Nährstoffen beinträchtigen.

Vermeiden Sie solche Drehzahlen oder verändern die Anordnung der Einbauteile im Kulturgefäße so, dass diese Effekte minimiert werden können.

y Die Anordnung der Segmentrührer bei Einsatz in Verbindung mit einem

Schlauch begasungssystem, Leitrohr oder Spinfilter wird in den entsprechenden

Abschnitten dieses Handbuches gezeigt.


3.3 Schikanekorb, Stromstörer


Schikanekörbe dienen als Strömungswiderstände, um eine gute Durchmischung des

Kulturmediums schon bei niedrigen Rührerdrehzahlen zu erreichen und den Stoff austausch und Sauerstoffeintrag zu verbessern. Bei hohen Drehzahlen helfen sie, die Bildung von Flüssigkeitstromben zu verhindern.

Der Schikanekorb besteht beim UniVessel

®

1 L, 2 L und 5 L aus einem ringförmigen

Gefäßeinsatz mit 4 Stromstörern. Beim UniVessel

®

10 L umfasst die Ausstattung einen einzelnen Stromstörer und sowie ein Begasungsrohr, an dem ein weiterer Stromstörer befestigt ist (nicht dargestellt).

BB-8846375 Schikanekorb UniVessel

®

1 L y d Da = 106,5 mm, HB = 112 mm, 4 Stromstörer, H tot

= 153 mm


®

2 L y d Da = 125 mm, HB = 130 mm, 4 Stromstörer,

H tot

= 200 mm


®

5 L y d Da = 154 mm, HB = 204 mm, 4 Stromstörer, H tot

= 300 mm

BB-8846839 Schikane UniVessel

®

10 L y Einzelner Strömungsbrecher HB = 280 mm, H tot

= 433 mm

(das Begasungsrohr trägt einen weiteren Strömungsbrecher) y Einbau in Deckelöffnung d 6 mm gegenüber dem Begasungsrohr


3.3.2 Montagehinweise

Schikanekorb

Adapter

O-Ring

Haltestange

Stromstörer

Montage des Schikanekorbes

3.3.3 Betriebshinweise

Beachten Sie die Anordnung an Ihrem Gefäß bzw. die Angaben in der Zeichnung zum

Deckel. Oder wählen Sie eine Deckelöffnung mit passendem Abstand zur Rührerwelle.

1.

Demontieren Sie die Deckelplatte.

2.

Lösen Sie die Kontermutter und ziehen den Schikanekorb bzw. die Schikane aus der Deckelöffnung.

3.

Überprüfen Sie den O-Ring und ersetzen ihn bei Verschmutzung oder Beschädigung.

4.

Zum Einbau stecken Sie den Adapter von unten durch die Deckelöffnung.

5.

Richten Sie den Schikanekorb zentrisch zur Rührerwelle aus.

y Beim UniVessel

® 10 L ist eine Schikane am Begasungsrohr angebracht. Die zusätz liche Schikane können Sie in eine Deckelöffnung gegenüber dem Begasungsrohr montieren. Richten Sie die separate Schikane zur Gefäßmitte hin aus.

6.

Schrauben Sie die Kontermutter von oben auf und ziehen diese sorgfältig an. y Zum Einsatz eines Begasungskorbes oder eines Leitrohres für vertikale

Strömungs führung bauen Sie den Schikanekorb | den einzelnen Stromstörer aus.

y Beim UniVessel

® 10 L befindet sich ein Stromstörer am Begasungsrohr.

Weitere Stromstörer können Sie nach Bedarf bei freien Deckelöffnungen d 6 mm gegenüber oder in gleichen Winkelabständen einbauen. Richten Sie deren

Strömstörer jeweils zur Rührwelle bzw. Gefäßmitte hin aus.


3.4 Begasungsrohr mit Ringbrause


Das Begasungsrohr mit Ringbrause eignet sich besonders zur intensiven Begasung bei mikrobiellen Fermentationen. Der Ringbrause ist mit gleichmäßig angeordneten

Bohrungen versehen, durch die Luft bzw. das Gas in das Kulturmedium einperlt.

Das Begasungsrohr mit Ringbrause ist Standardausstattung der „MO“-Versionen der

Kulturgefäße. Bei anderen Gefäßversionen kann es anstelle anderer Begasungseinrichtungen (Micro-Sparger, Begasungskorb) eingebaut werden, wenn der Prozess eine intensive Begasung erfordert, die Blasenbildung das Zellwachstum nicht beeinträchtigt und das Kulturmedium nicht zum Aufschäumen neigt.

BB-8841223 Begasungsrohr UniVessel ® 0,5 L y Begasungsrohr mit Begasungsring zum Einbau in Deckelöffnung 6 mm y Einbautiefe 126 mm y Schlaucholive für Anschluss von Schläuchen mit Di = 3,2 mm y Edelstahl 1.4435

BB-8846383 Begasungsrohr UniVessel ® 1 L y wie Begasungsrohr für UniVessel

® 0,5 L, hier mit

Einbautiefe 170 mm


® 0,5 L, hier mit

Einbautiefe 229 mm


® 0,5 L, hier mit

Einbautiefe 336 mm

BB-8846863 Begasungsrohr UniVessel

®

10 L y wie Begasungsrohr für UniVessel

®

0,5 L, hier mit

Einbautiefe 453 mm y mit Stromstörer


3.4.2 Montage

Begasungsrohr mit Ringbrause

3.4.3 Anschluss der Gaszufuhr y Das Begasungsrohr wird in der Deckelöffnung eingebaut, wie in der Zeichnung der Deckelplatte des Kulturgefäßes angegeben oder in freier Deckelöffnung d 6 mm.

y Die Deckelplatte muss vom Kulturgefäß demontiert sein.

1.

Kontermutter (3) lösen und Begasungsrohr nach unten aus der Deckelöffnung ziehen.

2.

Neuen O-Ring mit etwas Silikonfett einfetten. Dies verhindert sein Festkleben in der Deckelöffnung.

3.

Zum Einbau den Adapter (1) von unten in die Deckelöffnung stecken.

Die Ringbrause zentrisch zur Rührerwelle ausrichten. Kontermutter (3) von oben aufschrauben und handfest anziehen.

y Die Einbautiefe HE ist durch den Adapter (1) vorgegeben. Bei Kulturgefäßen mit

Rührwerk sollte der unterste Rührer ca. 1 cm über der Ringbrause positioniert sein.

1.

Schliessen Sie den Schlauch an, der mit dem Zuluftfilter verbunden ist, wenn Sie das Kulturgefäß für die Sterilisation vorbereiten.

2.

Klemmen Sie den Schlauch vor der Sterilisation mit einer Schlauchklemme ab.

Dann kann während der Sterilisation kein Medium in das Begasungsrohr gedrückt werden. Dies würde die Bohrungen der Ringbrause verstopfen und den Luft- bzw.

Gaseintrag in das Medium behindern.

3.

Schliessen Sie den Schlauch zwischen Zuluftfilter und Gaszufuhr des Bioreaktors an, wenn Sie das Kulturgefäß nach dem Autoklavieren am Arbeitsplatz aufstellen und für den Prozess vorbereiten.

4.

Entfernen Sie die Schlauchklemme zwischen Zuluftfilter und Begasungsrohr, wenn Sie die Begasung starten wollen.


3.5 Begasungsrohr mit Micro-Sparger

3.5.1 Ausstattungen und

Spezifikationen

Micro-Sparger eignen sich zum Begasen scherkraftempfindlicher Zellen in Kulturmedien, die nur wenig zum Schäumen neigen. Der Micro-Sparger besteht aus einer Fritte aus gesintertem Edelstahl. Durch dessen Poren kann die Zuluft bzw. das Gas feinblasig in das Kulturmedium einperlen:

Das Begasungsrohr mit Micro-Sparger ist Standardausstattung der „CC“-Versionen der Kulturgefäße. Bei anderen Kulturgefäßen kann es optional bestellt werden.

Es wird dann anstelle der vorhandenen Begasungseinrichtung (dem Begasungsrohr mit Ringbrause, ggf. einem Begasungskorb) eingebaut.

BB-8841215 Begasungsrohr mit Micro-Sparger 500 mL y Begasungsrohr mit Begasungsfritte zum Einbau in 6 mm Deckelöffnung y Einbautiefe 160 mm y Begasungsfritte mit Poren 10 μm y Anschlussolive für Schlauch mit Di = 3,2 mm

Materialien: y Fritte Edelstahl 1.4404, Rohr Edelstahl 1.4435

BB-8846391 Begasungsrohr mit Micro-Sparger 1 L y wie Micro-Sparger 0,5 L, Einbautiefe 170 mm

BB-8807760 Begasungsrohr mit Micro-Sparger 2 L y Fritte Micro-Sparger 0,5 L, Einbautiefe 225 mm




3.5.2 Montage

Montieren Sie das Begasungsrohr so, dass Luft bzw. Gas aus der Fritte nicht direkt gegen die pO

2

-Elektrode perlen kann. Dies würde die pO

2

-Messung stören.

y Das Begasungsrohr wird in der Deckelöffnung eingebaut, wie in der Zeichnung der Deckelplatte des Kulturgefäßes angegeben oder in einer freien Deckelöffnung d 6 mm.

1.

Deckelplatte vom Kulturgefäß abnehmen.

2.

Kontermutter (3) lösen und Begasungsrohr nach unten aus der Deckelöffnung ziehen.

3.

Neuen O-Ring (2) mit Silikonfett einfetten. Dieses verhindert das Festkleben in der Deckelöffnung.

4.

Den Adapter (1) von unten in die Deckelöffnung stecken. Die Fritte (4) ausrichten.

Die Kontermutter (3) von oben aufschrauben und sorgfältig festziehen.

y Die Einbautiefe HE ist durch die Länge des begasungsrohres vorgeschrieben.

Der unterste Rührer sollte ca. 1 cm höher als die Fritte liegen.

Begasungsrohr mit Micro-Sparger

3.5.3 Anschluss der Gaszufuhr 1.

Schliessen Sie den Schlauch an, der mit dem Zuluftfilter verbunden ist, wenn Sie das Kulturgefäß für die Sterilisation vorbereiten.

2.

Klemmen Sie den Schlauch vor der Sterilisation mit einer Schlauchklemme ab.

Dann kann während der Sterilisation kein Medium in das Begasungsrohr gedrückt werden. Dies würde die Bohrungen der Ringbrause verstopfen und den Luft- bzw.

Gaseintrag in das Medium behindern.

3.

Schliessen Sie den Schlauch zwischen Zuluftfilter und Gaszufuhr des Bioreaktors an, wenn Sie das Kulturgefäß nach dem Autoklavieren am Arbeitsplatz aufstellen und für den Prozess vorbereiten.

4.

Entfernen Sie die Schlauchklemme zwischen Zuluftfilter und Begasungsrohr, wenn Sie die Begasung starten wollen.


3.6 Begasungskorb

Nicht verfügbar für UniVessel

®

500 mL.

Begasungskörbe sind Kulturgefäßeinsätze zum blasenfreien Begasen des Kulturmediums durch Gasdiffusion über eine Silikonmembran. Sie werden anstelle der Begasungsrohre mit Ringbrause bzw. Micro-Sparger eingesetzt, insbesondere zum Begasen von Gewebezellkulturen.

Am Begasungskorb sind Gaszufuhren anschliessbar, die Luft, Luft mit erhöhtem O2-

Anteil (ggf. reinen Sauerstoff) und Stickstoff zuführen können, sowie CO2 zur säureseitigen pH-Regelung. Welche Gase auf welche Weise zugeführt werden (Pulsbetrieb oder dynamische Zufuhr) hängt von der Ausstattung des Bioreaktors ab.

Die Silikonmembran erlaubt eine reversible Diffussion von O2, N2 und CO2.

Bei Überschuss im Medium diffundieren die Gase auch zurück in die Membran und in die Abluft. Die Differenz der Partialdrücke der Gase in der Gas- bzw. Flüssigphase bestimmt die Richtung und Intensität des Gasaustauschs.

Der Begasungskorb ist Ausstattungsoption der Kulturgefäße. Soweit in dessen Bestellumfang enthalten, wird er mit vormontierter Silikonmembran geliefert. Er kann auch zusätzlich erworben und alternativ zu vorhandenen Begasungssystemen eingebaut werden.

Begasungssysteme der UniVessel ® :

– Begasungskorb mit Silikonmembran

– Begasungsrohr mit Ringbrause

– Begasungsrohr mit Micro-Sparger


Spezifikationen

BB-8846405 Begasungskorb UniVessel ® 1 L zur blasenfreien Begasung von

Zellkulturen y Einbau in 6 mm Deckelöffnung

Bestehend aus: y Gefäßeinsatz für Silikonmembran, aus Edelstahl 1.4435

y Silikonmembran, Länge 2,7 m, Durchmesser 3 mm,

Wandstärke 0,35 mm y 2 Adapter 6 mm (Zu- und Abluft), 2 Membranfilter Zu- und

Abluft, Druckhaltestation y 1+ 3-Blatt-Segmentrührer

Begasungskorb, Silikonmembran, Durchmesser 3 mm,

Wandstärke 0,35 mm für

BB-8848009 UniVessel

®

2 L, Länge 5,2 m


®

5 L, Länge 10,4 m


®

10 L, Länge 16 m


3.6.2 Einbau und Anschluss

3.6.2.1 Anschluss der Membran

9

7

8

2 y Montieren Sie den Rührer (3) auf der Rührerwelle. Falls erforderlich, ermitteln Sie vorab:

– die Einbauhöhe, bei der eine optimale Umströmung des Begasungskorbes erreicht wird.

– den Anstellwinkel der Rührerblätter, mit dem die gewünschte Umströmung erreicht wird. y Bei Einsatz des Begasungskorbes zusätzlich zum optionalen Spinfilter muss zunächst der Spinfilter eingebaut werden. Beachten die entsprechenden

Hinweise.

1.

Stecken Sie die Halterstange (9) in die Deckelplatte und schrauben Sie sie fest.

2.

Montieren Sie 2 Schlaucholiven für die Gaszufuhr und den Gasauslass in die

Deckelplatte. Verwenden Sie die Deckelöffnungen, wie in den t

„Deckelzeichnungen“ angegeben.

3.

Verbinden Sie die Schlaucholiven am Begasungskorb über 2 Stücke Silikonschlauch 3,2 +1,6 mit den Schlaucholiven in der Deckelplatte. Sichern Sie die

Schlauchanschlüsse gegen ungewolltes Abrutschen.

4.

Für die Kopfraumentlüftung können Sie einen t

„Universalstutzen“ in die

Deckelplatte einbauen.

5.

Nach Einbau des weiteren Zubehörs montieren die Deckelplatte auf dem

Kulturgefäß.

(2) Rührwelle

(3) Segmentblattrührer

(5) Halter

(6) Begasungsmembran

(7) Dip-Tube

(8) Schaumsonde

(9) Halter Begasungskorb

6

5

Anschluss des Begasungskorbes

3


3.6.2.2 Anschluss- und

Betriebshinweise für Gaszufuhr und –auslass

Auslass Begasungsschlauch

Bei unzuläßigem Überdruck kann die Begasungsmembran platzen! Der Druck in der Membran darf max. 1,3 bar(ü) betragen.

Die Begasungsmembran sollte immer im Kulturmedium eintauchen, um einen optimalen Gasaustausch zu erreichen. Ist zusätzlich ein Spinfilter eingebaut, darf das Kulturmedium nicht oben in den Spinfilter hineinlaufen. Halten Sie das

Füllniveau zwischen den Oberkanten von Begasungskorb und Spinfilter.

1.

Schliessen Sie Zu- und Abluftfilter an den Schlaucholiven in der Deckelplatte an.

2.

Für optimalen Gasaustausch muss in der Membran ein definierter Innendruck vorliegen. Dazu montieren Sie die Druckhaltestation (12) an einer der Stativstangen am Kulturgefäß und schliessen die Abluftleitung an der Druckhaltestation an.

Nach Aktivieren der Begasung können Sie dann den Innendruck abluftseitig einstellen.

3.

Befüllen Sie das Kulturgefäß mit Medium, so dass die Begasungsmembran vollständig bedeckt ist. Wenn Sie Proben aus dem Kulturgefäß entnehmen, sollte der

Füllstand die Oberkante des Begasungskorbes nicht unterschreiten. Füllen Sie ggf.

Medium steril nach.

Auslass Begasungsschlauch

Gaszufuhr

Gaszufuhr

Abgas

Externe Anschlüsse Begasungskorb:

(1) Glasgefäß

(2) ... (9) vgl. vorstehende Abbildung

(10) Filter Gaszufuhr

(11) Filter Abluft

(12) Druckhaltestation


Abgas

Gesamtaufbau mit Spinfilter (13) t

„Beschreibung zum Spinfilter“

3.7 Universal-Adapter


Spezifikationen

3.7.2 Montage

Der Universaldapter ermöglicht es, Deckelöffnungen für den Anschluss der Begasung bzw. für die Abluft aus dem Begasungskorbes und aus dem Kulturgefäß-Kopfraum einzurichten. Sie können den Adapter auch für die Korrekturmittelzufuhr nutzen, wenn die weiteren Zugangsmöglichkeiten zum Kulturgefäß, z.B. der 4-fach Zugabestutzen t

Beschreibung „4-fach Zugabestutzen“ schon belegt sind.

BB-8807809 Universal Adapter 6 mm y Für Anschluss von Zuleitungen für Korrekturmittel sowie

Gaszufuhr und –ableitung beim Schlauchbegasungssystem oder zur Kopfraumentlüftung y Einbau in 6 mm Deckelöffnung y Schlaucholive (außerhalb des Vessels) Da = 6 mm y Schlaucholive (Innerhalb des Vessels) Da = 4 mm y aus Edelstahl 1.4435

BB-8807817 Universal Adapter 8 mm y Für Kopfraumentlüftung sowie Anschluss von Zuleitungen für

Korrekturmittel y Einbau, Werkstoff wie Universal Adapter 6 mm y Schlaucholive (außerhalb des Vessels) Da = 8,5 mm y Die Deckelplatte muss vom Glasgefäß demontiert sein.

1.

Stecken Sie den Adapter (1) von unten in einen Deckelöffnung d = 6 mm und schrauben ihn von oben mit der Kontermutter (2) fest.

2.

Bei Anschluss des Begasungskorbes benötigen Sie 2 Adapter. Schliessen Sie die

Verbindungsschläuche zum bzw. vom Begasungskorb an die unteren Schlauch olive an t

„Beschreibung zum Begasungskorb“.

3.

Bei Anschluss einer Korrekturmittelzufuhr schliessen Sie den Schlauch (3,2 +1,6) an die obere Schlaucholive an t

„Beschreibung zum Anschluss der Korrektur mittelzufuhr“.

4.

Bei Einsatz zur Kopfraumentlüftung schliessen Sie einen Sterilfilter über ein

Stück Silikonschlauch an der oberen Schlaucholive an t

„Beschreibung zu den

Sterilfiltern“.

5.

Sichern Sie alle Schläuche mit Schlauchbindern.

Universal-Adapter 6 mm


3.8 Impfstutzen (Septen)


Spezifikationen


Kappe

O-Ring, Kappe

Hülse

Membrane

Mutter Nut

Impfstutzen (Septen) erlauben es, das Kulturgefäß im Prozess kontaminationssicher anzustechen und die Impfkultur oder spezielle Medien zuzuführen. Die selbst schliessende Anstechmembran läßt sich mehrfach durchstechen. Für die zuzuführenden Medien können Sie beispielsweise eine Injektionsspritze mit steriler Nadel verwenden.

BB-8844631 Impfstutzen 6 mm y zum Anstechen mit Injektionsspritze oder dünner Anstechnadel y Einbau in 6 mm Deckelöffnung y aus Edelstahl 1.4435

Montage

y Die Deckelplatte muss vom Glasgefäß demontiert sein.

1.

Stecken Sie den Adapter von unten in die Deckelplatte und schrauben ihn von oben mit der Kontermutter fest.

2.

Legen Sie die neue Anstechmembran in den Adapter. Schrauben Sie die Hülse auf und ziehen sie handfest an.

3.

Stecken Sie die Kappe über die Hülse. y Die Kappe schützt die Membran vor Kontaminationen, bis Sie den Impfstutzen zum Anstechen und Überführen der Impfkultur bzw. Korrekturmittel benötigen.

Adapter

O-Ring, Adapter

Einbau des Impfstutzen B/MD

Anstechen mit einer Injektionsspritze zum Animpfen oder Medientransfer

1.

Nehmen Sie mit einer sterilen Injektionsspritze das Impfgut oder das Medium aus dem Vorrat. Bringen Sie die Spritze unter Schutz vor Kontamination zum Kulturgefäß.

2.

Nehmen Sie die Schutzkappe vom Impfstutzen. Flammen Sie die Membran ab.

Wenn Sie ein Desinfektionsmittel benutzen, lassen Sie es einige Zeit einwirken.

3.

Durchstechen Sie die Anstechmembran mit der Spritze und überführen das

Impfgut. Danach ziehen Sie die Spritze wieder heraus, desinfizieren Sie die

Membran nochmals und setzen die Schutzkappe wieder auf.


3.9 Dip-Tube zur

Medienzugabe oder Ernte


Dip-Tubes können für die submerse Medienzugabe verwendet werden.

y Dip-Tube zur Medienzugabe oder Ernte können Sie zur Probenentnahme in ein

Sammelgefäß verwenden, zum Anschluss des Handprobennehmers t

„Handprobennehmer“ oder eines Bypass-Samplers t

„Bypass-Sampler“.

y Bei Entnahme in ein Sammelgefäß können Sie das Medium mit leichtem Überdruck über das Dip-Tube aus dem Kulturgefäß herausdrücken oder mit Hilfe einer

Pumpe absaugen. Die Medienentnahme und Ableitung über eine Pumpe können

Sie über die Niveauregelung automatisieren t

„Niveauregelung“ im Handbuch zum Mess- und Regelsystem].

y Sie können eine STT-Kupplung am Entnahmeschlauch anschliessen. Dies gibt

Ihnen die Möglichkeit, mehrere Gefäße nacheinander steril anzuschliessen t

Beschreibung zur „STT-Kupplung“.

y Als Sammelgefäße können Sie insterile oder sterile Proben- oder Ernteflaschen verwenden.

Es gibt zwei Arten von Dip-Tubes (auch Probenahme-, Zugabe- oder Ernterohr genannt), wobei alle Dip-Tubes in die 6 mm d Deckelöffnung eingebaut werden:

1.

Höhenverstellbar.

BB-8841228 Dip-Tube 0,5 L

BB-8848637 Dip-Tube 1 L




2.

Mit gebogenem Endstück zur vollständigen Entleerung.

BB-8848632 Dip-Tube 0,5 L







A

Montage

y Die Deckelplatte muss vom Glasgefäß demontiert sein.

Dip-Tube mit gebogenem Endrohr (Abb. A): y Dip-Tube von unten in die Deckelöffnung stecken und Adapter (2) mit der Mutter

(4) festschrauben.

Dip-Tube mit verstellbarer Einbauhöhe (Abb. B):

1.

Adapter (2) für Dip-Tube in die Deckelöffnung stecken und mit der Mutter (4) festschrauben.

2.

Klemmkonus (5) und Schraubkappe (6) auf das Dip-Tube stecken.

3.

Dip-Tube in den Adapter stecken und auf die gewünschte Eintauchtiefe durchschieben. y Durchschieben bis zum Anschlag des Sicherungsringes (7) ergibt die max. Eintauchtiefe.

4.

Dip-Tube festschrauben. Der Klemmring (5) sichert das Rohr gegen Verrutschen.

B

Montage der Dip-Tube:

Abb. [A]: feststehendes Dip-Tube;

Abb. [B]: höhenverstellbares Dip-Tube

Nach der Sterilisation das verstellbare Dip-Tube niemals tiefer in das Gefäß schieben. Dies kann zu Kontaminationen führen.


3.10 Spinfilter


Anschluss von Transferleitung und Probengefäßen

1.

Schlauch für Probentransfer aufstecken und gegen Abrutschen sichern. Berücksichtigen Sie die erforderliche Schlauchlänge, um den Schlauch in eine Pumpe einzubauen.

2.

Wenn Sie das Probengefäß zusammen mit dem Kulturgefäß autoklavieren, können Sie den Schlauch direkt daran anschliessen.

3.

Bei der STT-Kupplung den Schlauch am Kupplungsstück t

„STT-Kupplung“, beim

Handprobennehmer den Schlauch an der Eingangsolive anschliessen t

„Handprobennehmer“.

4.

Für die Autoklavensterilisation den Schlauch abklemmen, damit kein Medium aus dem Kulturgefäß herausgedrückt werden kann.

Probenentnahme | Produkternte

1.

Falls noch nicht mit einem Probenbehälter verbunden, den Schlauch in ein

Sammelgefäß legen. Bei der STT-Kupplung den STT-Stecker der Zuleitung zum

Probenbehälter anschliessen. Bei einem Handprobennehmer beachten Sie die zugehörige Beschreibung.

2.

Die Schlauchklemme öffnen. Häufig reichen der geringe Überdruck durch die

Begasung im Kulturgefäß und die Schwerkraftwirkung aus, die Probe zu überführen. Sie können die Abluftleitung kurz abdrücken. Dies erhöht den Druck im

Kulturgefäß und treibt die Probe aus. y Zur Probenentnahme über die Niveauregelung den Schlauch in eine Schlauchpumpe legen.

3.

Klemmen Sie den Schlauch nach der Probenentnahme wieder ab. Um Kontaminationen zu vermeiden, wenn Sie Proben offen in ein Gefäß leiten, tauchen Sie das freie Schlauchende zwischen zwei Probenentnahmen in ein Gefäß mit Desinfektionsmittel.

Nicht verfügbar für UniVessel ® 0,5 L und 1 L.

Nicht verwendbar bei Airlift Gefäßen.

Spinfilter werden bei Zellkulturen zur Medienentnahme aus dem Kulturgefäß eingesetzt. Die Hülse besteht aus einem 4-lagigen Quadratmaschengewebe.

Durch unterschiedliche Maschenweiten läßt sich das Filterverhalten auf Zellgrössen und gewünschte Rückhaltung oder Abtrennung von Zellbruchstücken abstimmen.

Die Spinfilter eignen sich z.B. zum Rückhalten von microcarrier-gebundenen Zellen, während suspendierte Zellen bzw. Zellbruchstücke entnommen werden können.

Um einen einwandfreien Betrieb zu gewährleisten, sollte der Spinfilter stets in

Kombination mit einem Begasungskorb oder einem Leitrohr (siehe nächstes Kapitel) betrieben werden. Nur so kann eine vertikale Umströmung des Spinfilters sichergestellt werden.


Spinfilter aus Edelstahl

Spinfilter aus „Disposable“

BB-8847447 Spinfilter 10 μm, UniVessel ® 2L y Installation auf Rührwelle y 4-lagiges Tressengewebe aus Edelstahl 1.4404, Porenweite 10 μm

BB-8808309 Spinfilter 20 μm, UniVessel ® 2 L y Aufbau und Ausstattung wie Spinfilter 10 μm, UniVessel

® 2 L


® 2 L


® 2 L

BB-8847448 Spinfilter 10 μm, UniVessel ® 5L yInstallation auf Rührwelle y4-lagiges Tressengewebe aus Edelstahl 1.4404, Porenweite 10 μm


® 5 L


® 5 L


® 5 L

BB-8847449 Spinfilter 10 μm, UniVessel ® 10L yInstallation auf Rührwelle y4-lagiges Tressengewebe aus Edelstahl 1.4404, Porenweite 10 μm


® 10 L


® 10 L


® 10 L

BB-8808260 Dip-Tube Spinfilter 2 L y Medienentnahme aus Filtratraum des Spinfilter, Einbautiefe HE

= 147 mm y Rohr 4 +1 für Silikonschlauch 3,2 +1,6 mm

BB-8808279 Dip-Tube Spinfilter 5 L y wie Dip-Tube Spinfilter 2 L, Einbautiefe HE = 228 mm

BB-8840598 Dip-Tube Spinfilter 10 L y Rohr 6 +1, Einbautiefe HE = 336 mm

Einweg, sog. Disposable, Spinfilter sind auf Anfrage erhältlich.



3.10.2.1 Montage

Die Dip-Tubes SF (7) sind in einen nahe an der Rührerwelle liegendie Deckelöffnung zu montieren, so dass Sie damit das Medium aus dem Innenraum des Spinfilters abziehen können.

Der Spinfilter (6) ist so auf Rührwelle zu montieren, dass die Oberkante immer über dem Flüssigkeitspiegel bleibt (das Kulturmedium darf nicht überlaufen). y Litern Sie das vorgesehene Arbeitsvolumen vor Einbau des Spinfilters aus und markieren die Füllhöhe am Kulturgefäß.

1.

Lösen Sie vorhandene Rührer von der Welle.

2.

Montieren Sie das Dip-Tube SF (7) in einen innenliegenden Stutzen der Deckelplatte.

y Beim UniVessel

® 5 L und 10 L hat das Dip-Tube ein abgewinkeltes Rohrstück.

Es läßt sich drehen, dass es in den Spinfilter reicht.

3.

Setzen Sie den Spinfilter (6) auf die Rührwelle und schieben ihn nach oben.

Die Einstellhöhe ergibt sich aus der max. Füllhöhe des Kulturmediums. Medium darf nicht überlaufen.

4.

Fixieren Sie den Spinfilter mit der Schraube (5) auf der Rührwelle.

5.

Montieren Sie den Segmentrührer auf der Rührerwelle.

6.

Komplettieren Sie die Gefäßausstattung und montieren die Deckelplatte wieder.

7.

Schliessen Sie am Dip-Tube SF den Schlauch für die Ernte an.

Montage des Spinfilters:

(2) Rührerwelle

(3) Segmentblattrührer

(4) O-Ring

(5) Befestigungsschraube

(6) Spinfilter

(7) Dip-Tube SF


3.10.3 Aufbaubeispiele für den

Einsatz des Spinfilters: y Bild links: Einbau des Spinfilter in einem 2 L - Kulturgefäß, Einsatz wie z.B. beim

Kultivieren von Microcarrier-gebundenen Zellen y Bild rechts: Einbau des Spinfilters in Verbindung mit einem Begasungskorb,

Einsatz wie z.B. bei Gewebezellkulturen

Auslass

Begasungsschlauch

Gaszufuhr

Spinfilter in Standardgefäß:

(1) Glas-Kulturgefäß

(2) Rührerwelle

(3) Segmentblattrührer (überlappend)

(5) Befestigungsschraube

(6) Spinfilter

(7) Dip-Tube SF

(8) Niveauelektrode

Einbau mit einem Begasungskorb:

(2) Rührwelle

(3) Segmentblattrührer (überlappend)

(5) Begasungskorb

(6) Begasungsmembran

(7) Dip-Tube SF

(8) Niveauelektrode

(9) Halter Begasungskorb

(10) Anschluss vom Zuluftfilter

(11) Anschluss zum Abluftfilter

(13) Spinfilter


3.11 Leitrohr


Das Leitrohr dient zum Einsatz bei Kulturen, bei denen Sie eine vertikale Umströmung des Mediums im Kulturgefäß erreichen wollen. Ein Anwendungsbeispiel ist der Perfusionsbetrieb mit Spinfilter, wenn Sie keinen Begasungskorb verwenden. Das Leitrohr wird zusammen mit einem Segmentblattrührer eingesetzt. Bei vorgegebener Drehrichtung der Rührwelle ergibt sich eine vertikale Umströmung entsprechend dem

Anstellwinkel der Rührerblätter:

1.

Im Leitrohr aufwärts t zwischen Leitrohr und Gefäßinnenwand abwärts.

2.

Im Leitrohr abwärts t zwischen Leitrohr und Gefäßinnenwand aufwärts.

Bei Einsatz des Leitrohres mit einem Spinfilter können Sie untersuchen, ob sich mit der Strömungsführung wie (1) die Ernte verbessern lässt bzw. das Maschengewebe des Spinfilters weniger leicht verblockt. Bei Einsatz des Leitrohres ohne Spinfilter erlaubt die Strömungsführung (2) schon bei niedrigen Rührerdrehzahlen eine gute

Verteilung der über den Begasungsring | Mikro-Sparger eingetragenen Luft (Gase) im

Kulturmedium. Wenn Sie microcarriergebundene Zellen kultivieren wollen, können

Sie prüfen, ob diese Strömungsführung günstiger ist.

BB-8840539 Leitrohr 2 L y Einbau in das Kulturgefäß anstelle des Schikanekorbes y Einbauhöhe HE = 200 mm,

– Dimensionen HL +d = 115 +76,1 mm,

– Werkstoff Edelstahl 1.4435

BB-8840660 Leitrohr 5 L y Einbau, Werkstoff analog Leitrohr 2 L, belegt 2 Deckelöffnungen y Einbauhöhe HE = 309 mm, Dimensionen HL +d = 180 +104 mm

BB-8840580 Leitrohr 10 L y Einbau, Werkstoff analog Leitrohr 2 L, belegt 2 Deckelöffnungen y Einbauhöhe HE = 434 mm, Dimensionen HL +d = 262 +129 mm

Konfigurationen der Blindstopfen sind gemäß

t

„Deckelzeichnungen” durchzuführen!

Bestellinformationen zum Leitrohr finden Sie bei dessen Beschreibung!



3.11.2.1 Montage im Kulturgefäß

UniVessel ® 5 l, 10 l

O-Ring y Zum Einbau des Leitrohres bei dem UniVessel

® 1 L und 2 L benötigen Sie 1 Deckel-

öffnung, für den Einbau bei den UniVessel ® 5 L und 10 L benötigen Sie 2 Deckel-

öffnungen.

y Wählen Sie die Deckelöffnung(en) mit einem Abstand zur Ruhrerwelle, so dass das Leitrohr zentrisch zur Rührerwelle ausrichten können.

1.

Zur Wartung oder Umbau des Leitrohrs demontieren Sie die Deckelplatte.

2.

Lösen Sie die Kontermutter(n) und ziehen das Leitrohr aus der (den) Deckel -

öffnung(en).

3.

Überprüfen Sie die O-Ringe und ersetzen sie bei Verschmutzung oder Beschädigung.

4.

Zum Einbau stecken Sie den (die) Adapter (1) von unten durch die Deckelöffnung(en).

5.

Richten Sie das Leitrohr zentrisch zur Rührerwelle aus.

6.

Schrauben Sie die Kontermutter(n) von oben auf und ziehen diese sorgfältig an.

Montage des Leitrohres

3.11.2.2 Montage von Spinfilter und Rührer

3.11.2.3 Besondere Hinweise zum Einsatz im Prozess

1.

Montieren Sie den Spinfilter so auf der Rührerwelle, dass seine Oberkante über dem Leitrohr liegt. Das Kulturmedium muss das Leitrohr umströmen können, darf aber bei oben offenem Spinfilter nicht in den Spinfilter laufen, auch beim intensiven Rühren.

2.

Montieren Sie den Segmentblattrührer auf der Rührerwelle. Abhängig von der vorgesehenen Umströmung des Leitrohrs können Sie den Rührer innerhalb oder unterhalb des Leitrohres befestigen.

1.

Halten Sie die Füllhöhe des Kulturmediums zwischen der Oberkante des Leitrohrs und der des Spinfilters.

2.

Wenn Sie keine automatische Niveauregelung einsetzen, müssen Sie bei der

Zufuhr von Nährlösungen und Korrekturmittel sowie nach jeder Probenentnahme den Füllstand im Kulturgefäß kontrollieren und Medium nach Bedarf ergänzen oder entnehmen.

3.

Wenn Sie eine automatische Niveauregelung nutzen, richten Sie die Einbauhöhe der Level-Elektrode auf diese maximale Füllhöhe ein. y Für die Niveauregelung bietet das Mess- und Regelsystem verschiedene Verfahrensweisen t

Dokumentation zum Mess- und Regelsystem. Beim Perfusions betrieb mit dem Spinfilter können Sie damit das entnommene Filtrat z.B. durch

Nachdosieren von frischem Medium automatisch ausgleichen.

y Eine automatische Niveauregelung kann bei einigen Bioreaktoren auch durch eine gewichtsbasierte Steuerung realisiert werden. Vgl. dazu t gravimetrischer

Flowcontroller in der Dokumentation zum Mess- und Regelsystem.


3.12 Blindstopfen



Blindstopfen 6 mm

O-Ring

Blindstopfen 12 mm

Dichtung

Blindstopfen 19 mm

O-Ring

Blindstopfen für Deckelöffnungen d 6 mm, d 12 mm und d 19 mm

Blindstopfen sind in jede Deckelöffnung zu montieren, in die Sie kein Zubehörteil einbauen.

y Bei der Deckelöffnungenn d 6 mm müssen Sie vor Montage der Deckelplatte auf dem Glasgefäß entscheiden, welche Öffnungen (sog. Ports) Sie für das

Gefäßzubehör benötigen. Der Ausbau der Blindstopfen d 11 und das Umrüsten auf andere Einbauteile ist bei diesen Deckelöffnungenn nach Montage der

Deckelplatte nicht mehr möglich.

BB-8807957 Blindstopfen d 11 y für Deckelöffnung d = 6 mm

BB-8807949 Blindstopfen PG 13,5 y für Deckelöffnung d = 12 mm

BB-8807930 Blindstopfen d 19 y für Deckelöffnung d = 19 mm

Abweichungen der Gefäßausstattungen bei kundenspezifischen Kulturgefäßen möglich!

Es empfiehlt sich, Deckelöffnungen, die Sie nicht für Zubehörteile benötigen, als Impfstutzen oder mit Universaladaptern auszurüsten. Dies erlaubt im Prozess den Zugang zum Gefäß, z.B. wenn Sie noch Medienzusätze oder Nährlösungen zuführen wollen. Montieren Sie die Blindstopfen nur, wenn Sie die Deckel -

öffnung tatsächlich nicht benötigen.

Montage

1.

Die Blindstopfen d 11 stecken Sie von unten durch die Deckelöffnung und schrauben sie mit der Kontermutter von oben fest.

2.

Bei Deckelöffnungen d = 12 mm legen Sie zunächst die zugehörigen Flachdichtung ein. Schrauben Sie dann die Blindstopfen 12 mm (PG 13,5) legen von oben fest.

3.

Blindstopfen d = 19 mm (M26 +1) können Sie von oben einschrauben und sorgfältig handfest festziehen.

Nach der Autoklavensterilisation:

Überprüfen Sie, ob die Blindstopfen 12 mm und 19 mm noch sicher festgeschraubt sind.


3.13 Vierfach-Zugabestutzen



3.13.2.1 Montage

3.13.2.2 Anschluss

2

1

3

4-fach Zugabestutzen

Der 4-fach Zugabestutzen ermöglicht, vier Anschlüsse für die Zufuhr von Korrekturmitteln in einer Deckelöffnung einzurichten. Zum Einbau benötigen Sie eine freie

Deckelöffnung d 19 mm.

BB-8844313 4-fach Zugabestutzen y Einbau in 19 mm Deckelöffnung mit Gewinde M 26x1 y 4 integrierte Schlaucholiven für Schlauch mit Di = 1,6 mm y aus Edelstahl 1.4435

1.

Schrauben Sie den Adapter (1) in eine Deckelöffnung d 19 mm und ziehen ihn sorgfältig handfest an.

2.

Prüfen Sie nach der Autoklavensterilisation den festen Sitz.

1.

Schliessen Sie die Schläuche der Korrekturmittelzufuhren an den Schlaucholiven

(2) an.

2.

Sichern Sie alle Schläuche mit Schlauchbindern.

Bei Schlaucholiven, an die Sie keine Zuleitung anschließen können Sie ein Stück

Silikonschlauch aufstecken und es abklemmen oder dicht verknoten.

48 UniVessel ®

3.14 Impfstutzen (Septen) d 19 mm



3.14.2.1 Montage

O-Ring

Die Impfstutzen d 19 mm erlauben, das Kulturgefäß kontaminationssicher anzustechen, um grössere Volumina der Impfkultur oder der Zusatzmedien zuzuführen, als

über das t

Standard-Septum möglich. Für den Einbau muss das Kulturgefäß eine freie Deckelöffnung d 19 mm haben.

Sie können eine 1-Kanal-Anstechgarnitur anschliessen. Die Anstechmembran ist selbstschliessend und kann bei sterilem Arbeiten (z.B. unter Flammenschutz) mehrfach durchstochen werden.

BB-8840601 Impfstutzen 19 mm y Einbau in 19 mm Deckelöffnung mit Gewinde M26+1 y aus Edelstahl 1.4435

y für 1-Kanal-Anstechgarnitur Art.-Nr. BB-8840610

1.

Legen Sie die Anstechmembran (2) in die Deckelöffnung (1).

2.

Schrauben Sie den Membranhalter (3) in die Deckelöffnung und fixieren damit die Membran.

3.

Schrauben Sie den Blindstopfen (4) in den Membranhalter (3). Er schützt die

Membran vor Verschmutzung, bis Sie die Anstechgarnitur anschließen.

Impfstutzen d 19 mm

3.14.2.2 Transfer der Impf kultur oder sonstigen Medien

Sie können die Impfkultur oder die Medien mit einer Injektionsspritze übertragen oder eine Anstechgarnitur anschließen (gemäß t

„1-Kanal-Anstechgarnitur“).

1.

Schrauben Sie den Blindstopfen aus dem Membranhalter. Sie können die

Membran abflämmen, z.B. mit einem Bunsenbrenner. Wenn Sie ein Desinfektionsmittel benutzen, lassen Sie es einige Zeit einwirken.

2.

Stechen Sie die Spritze oder Anstechnadel durch die Anstechmembran. Für eine kontrollierte Übertragung des Mediums können Sie die Transferleitung in eine

Schlauchpumpe einlegen.

3.

Die Anstechnadel können Sie im Septum belassen, solange erforderlich. Wenn Sie nach dem Überführen des Impfguts oder Mediums die Spritze oder Anstechnadel wieder herausziehen, flämmen Sie die Membran erneut ab und schrauben wieder den Blindstopfen ein.

UniVessel ® 49

3.15 1-Kanal-Anstechgarnitur


3.15.2 Bedienungshinweise

3.15.2.1 Vorbereiten der

Anstechgarnitur (autoklavierbare Medien, Impfkultur)

3.15.2.2 Vorbereiten der

Anstechgarnitur (nicht-autoklavierbare Medien)

Die 1-Kanal-Anstechgarnitur erlaubt, ein Kulturgefäß im Prozess kontaminationssicher anzustechen, z.B. um die Impfkultur oder spezielle Medien und Korrekturmittel zuzuführen. Besonderer Vorteil ist die Möglichkeit, grössere Volumina schnell zu

überführen. Zum Anschluss der Anstechgarnitur benötigen Sie eine Deckelöffnung mit einem Impfstutzen d 19 mm t

Abschnitt „Impfstutzen (Septen) d 19 mm“.

BB-8840610

1-Kanal Anstechgarnitur

y Für Anschluss von Silikonschläuchen 3,2+1,6 mm an Impf stutzen d 19 mm y Anstechnadel d 6+0,5 mm (3) mit Adapter, Schraubgewinde

M 26 +1 y 2 m Silikonschlauch 3,2+1,6 y Lieferumfang mit Sterilhülse y aus Edelstahl 1.4435

1.

Montieren Sie den Silikonschlauch für die Verbindung zur Vorratsflasche bzw.

zum Behälter für die Impfkultur auf die Schlaucholive (4). Schneiden Sie den

Schlauch auf die erforderliche Länge zu und schliessen Sie ihn an.

2.

Schrauben Sie die Sterilhülse (5)auf. Sie hält die Anstechnadel steril bis Sie die

Anstechgarnitur zum Anstechen und Überführen der Impfkultur oder sonstiger

Medien benötigen.

3.

Sterilisieren Sie die Anstechgarnitur mit dem Transferschlauch und der angeschlossenen Korrekturmittelflasche bzw. dem Behälter für die Impfkultur.

4.

Beimpfen Sie den Behälter für die Impfkultur und kultivieren Sie diese bis zum vorgesehen Zustand für die Übertragung in das Kulturgefäß.

1.

Wenn Sie nicht-autoklavierbare Medien steril zufiltrieren wollen, montieren Sie ein Sterilfilter in die Schlauchleitung zur Anstechgarnitur. Sterilisieren Sie die

Anstechgarnitur mit Leitung und Filter.

2.

Schliessen Sie die Leitung an der Vorratsflasche an, wenn Sie das Medium überführen.

50 UniVessel ®

3.15.2.3 Anschliessen der

Anstechgarnitur

1.

Schrauben Sie den Blindstopfen (6) aus dem Membranhalter (7). Die Membran kurz abflammen oder mit geeignetem Desinfektionsmittel einsprühen.

Desinfektionsmittel kann in das Gefäß eingetragen werden und die Kultur stören.

2.

Schrauben Sie die Sterilhülse (5) von der Anstechgarnitur (1) ab. Anstechnadel kurz abflammen und unter Flammenschutz senkrecht durch die Membran (6) stechen (3).

3.

Den Adapter mit der Überwurfmutter (2) im Membranhalter (7) festschrauben.

4.

Die Impfkultur oder das Medium überführen.

5.

Danach können Sie die Anstechnadel im Membranhalter (7) eingebaut lassen und den Schlauch abklemmen.

6.

Wollen Sie die Anstechgarnitur abnehmen, um später eine andere Leitung anzuschliessen:

– Anstechnadel aus der Membran ziehen

– Nadel und Impfstutzen abflammen

– Blindstopfen oder neue Anstechnadel abflammen und einschrauben

Anschließen der Anstechgarnitur

3.16 Antischaum-Scheibe

3.16.1 Funktionsweise


Schaumscheibe

Bei Fermentationsprozessen kommt es häufig zu Schaumbildung im Medium.

Dieses kann unterschiedliche und ungewollte Nebenwirkungen haben, beispielsweise können die Abluftfilter verblocken.

Die Antischaum-Scheibe wirkt der Schaumbildung entgegen, in dem sie den Schaum mechanisch zerstört. Dieses geschieht unmittelbar dort, wo der Schaum entsteht – an der Oberfläche des Mediums.

Der aufsteigende Schaum gelangt dabei in die rotierende Antischaum-Scheibe.

Dort werden durch die Rotationsbewegung die gasförmigen von den flüssigen Komponenten getrennt. Die gasförmigen Anteile entweichen durch die Abluftstrecke/den

Abluftfilter, während die flüssigen Anteile wieder in das Medium gelangen.

Anwendungsbereich (UniVessel ® -Größen):

1 – 10 L

Dimensionen (Scheibe |Welle):

74 |10 mm – UniVessel 1 L, BB-8844465

84 |10 mm – UniVessel 2 L, BB-8844466

96 |14 mm – UniVessel 5 L, BB-8844467

96 |16 mm – UniVessel 10 L, BB-8844468

Werkstoff: y

Polyetheretherketon (PEEK)

Erforderliche Drehgeschwindigkeit des Rührers:

6 min., 300 U/min.

Befestigung: y

An Rührwelle

Befestigungsposition:

1 – 3 mm oberhalb der des Füllstandes (Medium)

Sterilisation: y

Autoklavierbar

UniVessel ® 51

3.17 Port-Adapter 19 mm | 12 mm

3.17.1 Funktionsweise


Dieser Adapter reduziert einen 19 mm Port in einen 12 mm Port und wird hierzu in der Deckelplatte aufgenommen.

BB-8848630 Adapter 19 mm -> 12 mm

52 UniVessel ®

4. Sonden und Sensoren

4.1 Pt-100-Temperaturfühler


4. Sonden und Sensoren

BB-33197016 Pt-100 für UniVessel ® 0,5 L, BIOSTAT ® Qplus y Einbautiefe HE = 113 mm

BB-33197024 Pt-100 für UniVessel ® 1 L, BIOSTAT ® Bplus, Qplus y Einbautiefe HE = 151 mm

BB-33197032 Pt-100, Typ 200-4, für UniVessel ® 2 L, BIOSTAT ® Bplus y Einbautiefe HE = 211 mm

BB-33197040 Pt-100, Typ 300-4, für UniVessel ® 5/10 L, BIOSTAT ® Bplus y Einbautiefe HE = 316 mm

BB-33197059 Pt-100, Typ 400-4, für UniVessel ® 10 L, BIOSTAT ® Bplus y Einbautiefe HE = 418 mm

BB-33197105 Pt-100 mit Leerrohr für UniVessel

®

1 L, BIOSTAT

®

Aplus y Einbautiefe HE = 151 mm

BB-33197083 Pt-100 mit Leerrohr, für UniVessel

®

2 L, BIOSTAT

®


BB-33197091 Pt-100 mit Leerrohr, für UniVessel

®

5 L, BIOSTAT

®


BB-8848647 Pt-100 für UniVessel ® 0,5 L, BIOSTAT

®

B-DCU II y Einbautiefe HE = 113 mm

BB-8848648 Pt-100 für UniVessel ® 1 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbautiefe HE = 151 mm

BB-8848649 Pt-100 für UniVessel ® 2 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbautiefe HE = 211 mm

BB-8848650 Pt-100 für UniVessel ® 5/10 L (min. AV 5 L), BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbautiefe HE = 316 mm

BB-8848651 Pt-100 für UniVessel ® 10 L (min. AV 1,5 L), BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbautiefe HE = 418 mm

Sonden und Sensoren 53


4.1.2.1 Montage der Sonde ohne Leerhülse

4.1.2.2 Montage mit Leerhülse

4.1.2.3 Bedienhinweise

Feuchtigkeit im Signalkabel und Stecker des Pt-100 kann das Temperatur-

Messignal stören. Bei älteren Sensoren wurde beobachtet, dass trotz der

Abdichtung durch den Unterdruck bei der Autoklavensterilisation Kondensat eindringen konnte.

Sonden Pt-100 können direkt in der Armatur in der Deckelplatte eingebaut werden. Um das Eindringen von Feuchtigkeit zu vermeiden, können Sie das optionale Leerrohr verwenden.

Bauen Sie vor der Autoklavensterilisation zunächst nur das Leerrohr im

Kulturgefäß ein und setzen den Pt-100 nach der Autoklavensterilisation in das

Leerrohr.

y Die Pt-100–Temperatursonde wird normalerweise in die Deckelöffnung montiert, wie in der Zeichnung zum Kulturgefäß angegeben t

„Empfohlene Anordnung der Zubehörteile“.

1.

Zum Ausbau eines Pt-100, zum Einbau der Leerhülse bzw. Prüfen des O-Rings im

Adapter, lösen Sie die Überwurfmutter des Pt-100 und ziehen ihn aus der Armatur. Demontieren Sie die Deckelplatte. Dann können Sie die Überwurfmutter der

Armatur lösen und diese aus der Deckelöffnung ziehen.

2.

Die Armatur von unten in die Deckplatte stecken und mit der Kontermutter festschrauben.

3.

Nach Montage der Deckplatte den Pt-100 von oben in die Armatur schieben und mit der Überwurfmutter festschrauben. Die Länge des Sondenschafts ergibt die

Eintauchtiefe HE im Kulturgess.

4.

Vor der Autoklavensterilisation den Stecker mit Alufolie umwickeln, um ihn vor direkter Dampfeinwirkung zu schützen.

5.

Im Autoklav den Stecker mit den Kontakten nach unten hängen, damit sich an den Kontakten kein Kondensat sammeln kann.

1.

Nach Demontage der Standardarmatur die Leerhülse von unten in die Deckplatte stecken.

2.

Kontermutter von der Außenseite auf der Leerhülse festschrauben.

3.

Der Pt-100 wird nach der Autoklavensterilisation eingebaut.

Damit sich kein Kondensat bildet, sollte die Schutzkappe während des Autoklavierens auf das Leerrohr gesteckt werden.

y Schliessen Sie das Anschlusskabel des Pt-100 nach der Autoklavensterilisation an dem Messverstärker-Panel des Mess- und Regelsystems an. y Der Pt-100 muss nicht kalibriert werden.

54 Sonden und Sensoren

4.2 Antischaum- und Niveauelektrode


Antischaum- und Niveauelektrode sind Einstabsonden, die nach dem Leitfähigkeitsprinzip arbeiten. Die Edelstahlteile am Kulturgefäß wirken als Gegenelektrode.

Kommt Schaum oder Medium mit den Sonden in Kontakt, ändert sich sprungartig die

Leitfähigkeit. Diese Sprungfunktion im Messsignal dient zur Aktivierung des zugeordneten Reglers.

Die Sensoren sind mit einem Keramikmantel isoliert. Dieser minimiert das Risiko von

Kurzschluss des Leitfähigkeitssignals bei Bewuchs mit Zellen oder anlagernden

Medienbestandteilen, etc.. Die Antischaumelektrode hat eine definierte Einbauhöhe.

Die Armatur für die NiveauSensoren erlaubt es, die Einbauhöhe zu variieren.

Niveausonden:

BB-8844488 Niveausonde 0,5 /1/ 2 / 5 L, komplett, für BIOSTAT ® Aplus, Bplus,

B-DCU, Qplus y Einbau mit Armatur in 6 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 150 mm, Einbauhöhe HE = max. 122 mm, höhenverstellbar

BB-8844490 Niveausonde 1/ 2 / 5 L, komplett, für BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbau mit Armatur in 6 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 150 mm, Einbauhöhe HE = max. 122 mm, höhenverstellbar

BB-8844690 Niveausonde 10 L, komplett, für BIOSTAT ® Aplus, Bplus, B-DCU

Für 19 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 300 mm, Einbauhöhe HE = max. 260 mm, höhenverstellbar y Arbeitsvolumen: UniVessel

® 10 L: 1,5 ... 10 L

BB-8844491 Niveausonde 10 L, komplett, für BIOSTAT ® B, B-DCU II

Für 19 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 300 mm, Einbauhöhe HE = max. 260 mm, höhenverstellbar y Arbeitsvolumen: UniVessel

® 10 L: 1,5 ... 10 L

Antischaumsonden:

BB-8844461 Antischaumsonde, komplett, für BIOSTAT ® Aplus, Bplus, B-DCU und

Qplus y Einbau in 6 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge: 80 mm

BB-8844463 Antischaumsonde für BIOSTAT ® B, B-DCU II y Einbau in 6 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge: 80 mm

Anschlusskabel für Einzelsonden:

(für Aplus, Bplus, Qplus und B-DCU I sind die Kabel in den oben genannten

Sondensets enthalten)

BB-8848684 Federstecker | M12 für Niveausonde BIOSTAT ® B, B-DCU II

BB-8848683 Federstecker | M12 für Antischaumsonde BIOSTAT ® B, B-DCU II



Anschlusskabel

Elektrode

Æ von oben

einstecken

Überwurfmutter

Sechskantmutter

O-Ring

Adapter

Æ von oben

einbauen y Die Einbauhöhe ergibt sich aus der Einbaulänge der Sonde und der Verschraubung. Die Einbauhöhe der Schaumsonde ist fest, die Einbauhöhe der Niveausonde hängt vom Arbeitsvolumen im Kulturgefäß ab.

y Vorhandene Markierungen der Füllvolumina an Kulturgefäßen sind ungefähre

Werte. Das tatsächliche Füllvolumen für eine bestimmte Füllhöhe hängt vom eingebauten Zubehör ab.

Ermitteln der Einbauhöhe

y Die Einbauhöhe der Antischaumsonde ist durch die Schaftlänge vorgegeben.

y Die Einbauhöhe der Niveausonde hängt vom Füllvolumen ab, das nicht überschritten werden soll. Die max. Einbauhöhe liegt bei der Standardsonde 122 mm, bei der Sonde mit verlängertem Schaft 260 mm unter der Deckelunterseite. y Beachten Sie: hohe Rührgeschwindigkeiten und intensive Begasung heben den

Flüssigkeitsspiegel an.

1.

Messen Sie am Kulturgefäß die Füllhöhe des vorgesehenen Füllvolumens und die entsprechende Einbauhöhe.

2.

Fixieren Sie die Sonden auf der gewünschten Höhe.

Montage

1.

Stecken Sie den Sondenadapter von unten in die Deckelöffnung. Schrauben Sie den Adapter von oben mit der Sechskantmutter fest.

2.

Stecken Sie die Sonde nach der Montage der Deckelplatte von oben in den

Adapter.

3.

Schieben Sie die Sonde bis zur Einbautiefe und fixieren sie dort mit der Überwurfmutter.

Antischaum- bzw. Niveausonde

4.3 pH-Elektrode

Anschluss der Sonden

1.

Die Sondenkabel sind nicht autoklavierbar. Falls angeschlossen, nehmen Sie die

Kabel ab, bevor Sie das Kulturgefäß in den Autoklaven stellen.

2.

Der innere O-Ring im Adapter dichtet die Niveausonde steril ab. Falls die Sonde zu tief eingestellt ist, ist es nach der Sterilisation möglich, sie ein Stück herauszuziehen. Schieben Sie die Sonde nach der Sterilisation niemals tiefer in das Gefäß.

Dies kann Keime eintragen und so Kontaminationen bewirken.

3.

Nach dem Autoklavieren bzw. vor dem Prozessstart schliessen Sie die Kabel entsprechend an der „Foam“- bzw. „Level“-Buchse der Kontrolleinheit an.

Bei Bioreaktoren mit mehreren Kulturgefäßen (BIOSTAT

®

Bplus Twin, Qplus,

B-DCU) beachten Sie, welches Messverstärker-Panel dem jeweiligen Kulturgefäß zugeordnet ist. y Hinweise zum Einstellen der Betriebsparameter Dokumentation zum t

„Messund Regelsystem“.

Zur pH-Messung werden sterilisierbare Einstabmessketten mit Pastenelektrolyt eingesetzt. Vorteile dieser Sensoren gegenüber üblichen Einstabmessketten mit flüssigem

Elektrolyten sind:

Gel-pH-Sensoren sind werkseitig mit Druck beaufschlagt. Sie können in Messumgebungen bis 2,5 bar(ü) Druck arbeiten (max. zuläßiger Innendruck bei UniVessel

®

=

1,3 bar(ü)).



Die Sensoren sind wartungsfrei. Zwar diffundiert auch hier immer etwas Elektrolyt durch das Diaphragma, der Elektrolyt reicht aber für die Lebensdauer der Elektrode aus.

Standardmäßig werden bei Sartorius Stedim Biotech die Sensoren der Firma Hamilton eingesetzt.

BB-34090810 pH Elektrode-EF—12/120 K8-HM-UniVessel ® 0,5 L, für BIOSTAT ® Qplus

Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 120 mm

BB-34090811 pH Elektrode-EF-12/160/2 K8-HM-UniVessel ® 1 L, für BIOSTAT ®

Aplus, Bplus, Qplus


BB-34090812 pH Elektrode-EF-12/200 K8-HM-UniVessel ® 2 L, für BIOSTAT ® Aplus,

Bplus


BB-34090813 pH Elektrode-EF-12/325K8-HM-UniVessel ® 5/10 L (5 L min. AV), für BIOSTAT ® Aplus, Bplus


BB-34090814 pH Elektrode-EF-12/425 K8-HM-UniVessel ® 10 L (1,5 L min. AV), für BIOSTAT ® Bplus


BB-8848654 pH-Elektrode, VP-HM – UniVessel ® 0,5 L, BIOSTAT ® B-DCU II y Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 120 mm

BB-8848655 pH-Elektrode, VP-HM – UniVessel ® 1 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 160 mm

BB-8848656 pH-Elektrode, VP-HM – UniVessel ® 2 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 225 mm

BB-8848657 pH-Elektrode, VP-HM – UniVessel ® 5 L und 10 L (5 L min. AV),

BIOSTAT ® B, B-DCU II y Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 325 mm

BB-8848658 pH-Elektrode, VP-HM – UniVessel ® 10 L (1,5 L min. AV),

BIOSTAT ® B, B-DCU II y Mit innenbedrucktem Referenzelektrolytgel (Hamilton) y Sensorenlänge 425 mm

pH-Sensoren von Mettler-Toledo sind auf Anfrage erhältlich




BB-8848681 VP8 | VP8 für pH Sensor BIOSTAT ® B, B-DCU II

Puffer zur Kalibration der pH Sonden:

BB-34090366 PH 9, 21 Hamilton, 250 ml

BB-34090367 PH 4 Hamilton, 250 ml

BB-34090368 PH 7 Hamilton, 250 ml


4.3.1.1 Reaktivieren von pH-Elektroden

4.3.1.2 Kalibrieren der pH–Elektrode

4.3.1.3 Montage

O-Ring

Betriebshinweise

1.

Sie müssen die pH-Elektrode bei der ersten Inbetriebnahme, nach Austrocknen aufgrund längerer Lagerung oder nach Lagerung in trockenem Zustand sorgfältig reaktivieren.

Glasmembranen, wie bei pH-Sensoren, bilden in der Messlösung eine dünne wäßrige Gelschicht, die die Messeigenschaften bestimmt (Ansprechzeit, Steilheit,

Laugefehler, etc.). Diese muss regenerieren können.

2.

Beachten Sie die Hinweise in den t

„Herstellerunterlagen“. Sie können die pH-

Elektrode für ca. 10 Min in 0,1–1M NaOH stellen, dann in 0,1–1M HCl und noch ca. 15 Min. in die Aufbewahrungslösung des Herstellers.

Kalibrierpuffer können Verätzungen verursachen!

Vorsicht beim Umgang mit den Pufferlösungen. Benutzen Sie Schutzhandschuhe.

y Sie müssen den Nullpunkt und die Steilheit der pH-Sensoren vor dem Einbau im

Kulturgefäß kalibrieren t

Dokumentation zum Mess- und Regelsystem, Herstellerunterlagen zur pH-Elektrode. Verwenden Sie zur Kalibrierung die mit der

Elektrode gelieferten Pufferlösungen (auch als Verbrauchsmaterial erhältlich).

Gefahr der Beschädigung der pH-Elektrode.

Andere Einbauteile im Kulturgefäß, insbesondere die drehenden Rührer, dürfen nicht an der Elektrode anstoßen. Verwenden Sie eine geeignete, z.B. weiter außen liegende Deckelöffnung.

1.

Stecken Sie die pH-Elektrode in eine freie Deckelöffnung d 12 mm.

Die Einbautiefe Hso hängt vom Kulturgefäß und der Schaftlänge ab. Für 10 L Gefäße gibt es Sensoren mit unterschiedlichen Längen, abhängig von minimalen Arbeits volumen 5 L oder 1,5 L.

2.

Schrauben Sie die Armatur der pH-Elektrode handfest ein. Benutzen Sie keine(n)

Zange oder Schlüssel!

3.

Um ein Austrocknen der pH-Elektrode zu verhindern, füllen Sie das Kulturgefäß nach Einbau aller Teile mit Wasser oder Kulturmedium.

Einbau der pH–Elektrode

4.3.1.4 Anschluss und Inbetriebnahme

1.

Das Kabel darf nicht autoklaviert werden. Zum Schutz des Sensorensteckers vor der Dampfeinwirkung beim Autoklavieren können Sie die gelieferte Schutzkappe aufstecken oder den Stecker mit Alufolie umwickeln.

2.

Nach dem Autoklavieren und Aufstellen des Kulturgefäßes am Arbeitsplatz bzw. vor Prozessstart schliessen Sie die Elektrode am Mess- und Regelsystem an.

Bei Bioreaktoren mit mehreren Kulturgefäßen (BIOSTAT ® Bplus Twin, Qplus,

B-DCU) beachten Sie, welches Messverstärker-Panel dem jeweiligen Kulturgefäß zugeordnet ist.

3.

Stellen Sie die pH-Mess- und Regelparameter ein t

Dokumentation zum Messund Regelsystem.


4.3.1.5 Sonstige Hinweise

4.4 pO

2

-Sensoren


4.4.1.1 Polarografische

Elektroden y Um mögliche Einflüsse durch die Hitze oder das Kulturmedium beim Autoklavieren auf das Messverhalten der pH-Elektrode berücksichtigen zu können, läßt sich die pH-Elektrode im Prozess nachkalibrieren t

„Funktion Nachkalibrierung | Recalibration, Mess- und Regelsystem“.

Der Gelöst-Sauerstoff wird als Sauerstoffpartialdruck pO

2 mit sterilisierbaren pO

2

-

Sensoren gemesssen. Die pO

2

-Sensoren arbeiten nach dem polarographischen Prinzip.

Sie bestehen aus einer Ag-Anode und einer Pt-Kathode, die eine gasdurchläßige Polymermembran von der Messlösung trennt. Ein Elektrolyt mit definierter Schichtdicke zwischen Membran und Kathode verbindet Anode und Kathode leitend. Bei geeigneter Polarisationsspannung wird der durch die Membran diffundierende Sauerstoff vollständig an der Kathode reduziert. Die chemische Reaktion erzeugt einen elektrischen Strom im mA-Bereich, der proportional zum Sauerstoffpartialdruck in der

Messlösung ist.

Die Permeabilität der Membran ist temperaturabhängig, wobei der Sensorenstrom um ca. 3% pro °C steigt. Diesen Temperatureffekt kompensiert ein in der Elektrode integrierter Thermistor.

BB-34090820 pO

2

Elektrode-12/120-L-HM-UniVessel

®

0,5 L, für BIOSTAT

®

Qplus

BB-34090821

Polarographische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 120 mm pO

2

Elektrode- 12/160-L-HM-UniVessel

®

1 L, für BIOSTAT

®

Aplus,

Bplus, Qplus

BB-34090822


2


®

2 L, für BIOSTAT

®

Aplus, Bplus

BB-34090823


2


®

5/10 L (5 L min. AV), für BIOSTAT

®

Aplus, Bplus

BB-34090824


2

Elektrode- 12/425/2-L-HM-UniVessel

®

10 L (1,5 L min. AV), für BIOSTAT

®

, Bplus

Polarographische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 425 mm

BB-8848661 pO

2

Elektrode- 12/120-VP-HM-UniVessel

®

0,5 L, BIOSTAT

®

B-DCU II y Polarographische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 160 mm

BB-8848662 pO

2


®

1 L, BIOSTAT

®

B, B-DCU II y Polarographische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 160 mm

BB-8848663 pO

2


®

2 L, BIOSTAT

®


BB-8848664 pO

2


®

5 L, 10 L (5 L min. AV),

BB-8848665

BIOSTAT

®

B, B-DCU II y Polarographische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 325 mm pO

2


®

10 L (1,5 L min. AV),

BIOSTAT

®


pO

2

-Sensoren von Mettler-Toledo sind auf Anfrage erhältlich!


4.4.1.2 Optische pO

2

Sonden




BB-8848680 VP8 | VP8 für polarographischen pO

2

Sensor BIOSTAT ® B, B-DCU II

BB-8848668 pO

2

Elektrode - 12/120/VP UniVessel y Optische Elektrode (Hamilton) y Sensorenlänge 120 mm

® 0,5L BIOSTAT ® B-DCU II

BB-8848669 pO

2

Elektrode - 12/160/VP UniVessel ® 1L

BIOSTAT ® B, B-DCU II y wie BB-8848668 mit Sensorenlänge 160 mm

BB-8848670 pO

2

Elektrode - 12/225/VP UniVessel ® 2L


BB-8848671 pO

2

Elektrode - 12/325/VP UniVessel ® 5L / 10L (5L min. AV)


BB-8848672 pO

2

Elektrode - 12/425/VP UniVessel ® 10L (1,5L min. AV)



BB-8848685 VP8 | VP8 für optischen pO

2

Sensor BIOSTAT ® B, B-DCU II


4.4.2.1 Montage und Anschluss

O-Ring

1.

Stecken Sie die pO

2

-Elektrode in eine passende Deckelöffnung t

„Gefäßzeichnung, empfohlene Anordnung der Einbauteile“ und ziehen sie gut handfest an.

Wenn Sie das Kulturgefäß über einen Micro-Sparger begasen t

Abschnitt „Micro-

Sparger“, richten Sie diesen so aus – oder verwenden einen Deckeldurchgang – so dass die Elektrode nicht direkt über dem Blasenstrom liegt. Direktes Anströmen der

Membran mit dem eingetragenen Gas stört die pO

2

-Messung.

2.

Nehmen Sie das Anschlusskabel für die Sterilisation ab, es darf nicht mit autoklaviert werden.

3.

Um den Stecker vor der Dampfeinwirkung im Autoklaven zu schützen, können Sie die mitgelieferte Schutzkappe aufstecken oder Alufolie um den Stecker wickeln.

4.

Nach dem Autoklavieren und Aufstellen des Kulturgefäßes am Arbeitsplatz bzw.

vor Prozessstart schliessen Sie die Elektrode am Mess- und Regelsystem an. Bei

Bioreaktoren mit mehreren Kulturgefäßen (BIOSTAT ® Bplus Twin, B Twin, Qplus,

B-DCU) beachten Sie, welche Anschlussbuchse dem Kulturgefäß zugeordnet ist.

5.

Kalibrieren Sie die pO

2

-Elektrode, wie unten und in der t

Dokumentation zum

Mess- und Regelsystem beschrieben.

6.

Stellen Sie die pO

2

-Mess- und -Regelparameter ein, wie in der Dokumentation t

„Mess- und Regelsystem“ beschrieben.

Einbau der pO

2

–Elektrode


4.4.2.2 Kalibrierung polarografischer Elektroden

4.4.2.3 Kalibrierung optischer Elektroden

Vor dem Kalibrieren muss die pO

2

-Elektrode für mindestens 2 h polarisiert werden.

Sie müssen das Polarisieren wiederholen, wenn die Elektrode länger als ca. 10 Min.

vom Messverstärker getrennt wurde, dies dauert aber dann nicht so lange t

„Herstellerunterlagen“.

Zum Polarisieren können Sie ein Polarisationsmodul vom Hersteller verwenden oder die pO

2

-Elektrode am Grundgerät bzw. Mess- und Regelsystem anschliessen und dieses bis zum Beginn der Kalibrierung einschalten.

Die pO

2

-Elektrode wird nach der Autoklavensterilisation im Kulturgefäß kalibriert.

Sie ermitteln zunächst den Sensorenstrom, wenn das Medium keinen Sauerstoff enthält, als „Nullpunkt“, dann den Strom bei Sättigung des Mediums mit Sauerstoff als

„Steilheit“. Hinweise zu den Eingaben in den Bedienmenüs finden Sie in der t

Dokumentation zum Mess- und Regelsystem.

1.

Sie können den Nullpunkt ermitteln, bevor Sie das Kulturgefäß mit Luft bzw. sauerstoffhaltigem Gas begasen. Beim Erhitzen während der Sterilisation entgast das Kulturmedium normalerweise soweit, dass der dann noch enthaltene Restsauerstoff im Bereich der Messgenauigkeit der Elektrode liegt.

Ist dies nicht (mehr) möglich, können Sie das Kulturmedium mit Stickstoff begasen (N

2 mit 99,98% Reinheit), bis der gelöste Sauerstoff vollständig verdrängt ist

(Messwertanzeige konstant in der Nähe von 0% pO

2

).

2.

Zum Kalibrieren der Steilheit und Einstellen des Messbereiches schliessen Sie die

Luft- bzw. Gaszufuhr an und begasen das Kulturmedium. Stellen Sie die Gaszufuhr so ein, wie als Referenzwert für 100% pO

2 vorgesehen. t

Dokumentation zum Mess- und Regelsystem bzw zum verwendeten Begasungsmodul.

3.

Nach dem Kalibrieren können Sie die Gaszufuhr einstellen, wie für den Prozess beginn vorgesehen.

Die lange Polarisationszeit entfällt bei der Verwendung von optischen Elektroden.

Nach dem Autoklavieren, kann die Kalibration folglich umgehend gestartet werden.

VISIFERM DO Sensoren sind mit einem VP8 Steckkopf ausgestattet. Die acht goldenen

Kontakte werden als Pin A, Pin B, ... und Pin H bezeichnet. Zur leichten Zuordnung der Pins hat der Steckkopf eine Kodierung zwischen Pin A und Pin B. Während des

Autoklavierens muss dieser VP Anschluss ebenfallss durch eine Kappe oder andere hitzebeständige Bedeckungen geschützt werden.

Nach dem Autoklavieren verbinden Sie das Anschlusskabel mit dem Sensor und dem

Bioreaktor. Am einfachsten und sichersten verwenden Sie zum Anschließen der

VISIFERM DO Sensoren HAMILTON VP8-Kabel, die im Lieferumfang des BIOSTAT ®

Bioreaktors enthalten sind.

Die Kalibration läuft genauso ab wie bei der polarografischen Sonde.

Weitere Informationen zur Kalibrieroutine finden Sie in den HAMILTON

Herstellerunterlagen und im Betriebshandbuch Ihres BIOSTAT ® Bioreaktors.


4.5 Redox-Elektrode



4.5.2.1 Reaktivieren von Redox Elektroden

4.5.2.2 Kalibrieren der Redox-Elektrode


Für die Redox-Messung stehen sterilisierbare Einstabmessketten zur Verfügung.

BB-8841222 Redox-Elektrode 1 L, komplett, für BIOSTAT ® Qplus y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 120 mm y Anschlusskabel 100 cm y Flasche Redox-Pufferlösung, 250 mL

BB-8844196 Redox-Elektrode 1 L, komplett, für BIOSTAT ® Bplus y Sensorenlänge 160 mm

BB-8844186 Redox-Elektrode 2 L, komplett, für BIOSTAT ® Bplus y Sensorenlänge 200 mm

BB-8844194 Redox-Elektrode 5/10 L (5 L min. AV), komplett, für BIOSTAT ® Bplus y Sensorenlänge 325 mm

Beim B und B-DCU II werden im Falle einer Redoxmessung Kombielektroden zur gleich zeitigen Messung von pH-Wert und Redox Potenzial verwendet:

BB-8844200 pH&Redox-Sensor, 120/12-VP-Elektrode 0,5 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 120 mm

BB-8844201 pH&Redox-Sensor, 160/12-VP-Elektrode 1 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 160 mm

BB-8844202 pH&Redox-Sensor, 225/12-VP-Elektrode 2 L, BIOSTAT ® B, B-DCU II y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 225 mm

BB-8844203 pH&Redox-Sensor, 325/12-VP-Elektrode 5 L / 10 L (5 L min. AV),

BIOSTAT ® B, B-DCU II y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 325 mm

BB-8844204 pH&Redox-Sensor, 325/12-VP-Elektrode 10 L (1,5 L min. AV),

BIOSTAT ® B, B-DCU II y Druckpastenelektrode für Einbau in 12 mm Deckelöffnung y Sensorenlänge 425 mm




BB-8848681 VP8 | VP8 für pH&Redox Sensor BIOSTAT(R) B, B-DCU II

1.

Sie müssen die Redox-Elektrode bei der ersten Inbetriebnahme, nach Aus trocknen aufgrund längerer Lagerung oder nach Lagerung in trockenem Zustand sorgfältig reaktivieren.

Glasmembranen, wie bei pH-Sensoren, bilden in der Messlösung eine dünne wäßrige

Gelschicht, die die Messeigenschaften bestimmt (Ansprechzeit, Steilheit, Laugefehler, etc.). Diese muss regenerieren können.

2.

Beachten Sie die Hinweise in den t

Herstellerunterlagen. Sie können die Redox-

Elektrode für ca. 12...14 h in entmineralisiertes Wasser stellen..

Die Redox-Elektrode wird nicht kalibriert. Sie kann mit dem Standardpuffer des

Herstellers überprüft werden. Der damit ermittelte Redox-Messwert muss mit dem

Referenzwert auf der Pufferflasche übereinstimmen.

Überprüfen Sie die Redox-Elektrode vor dem Einbau im Kulturgefäß.

4.5.2.3 Montage und Anschluss

Gefahr der Beschädigung der Redox-Elektrode.

Andere Einbauteile im Kulturgefäß, insbesondere die drehenden Rührer, dürfen nicht an der Elektrode anstoßen. Verwenden Sie eine geeignete, z.B. weiter außen liegende Deckelöffnung.

1.

Stecken Sie die Redox-Elektrode in eine passende freie Deckelöffnung.

Die Einbautiefe hängt vom Kulturgefäß und der Schaftlänge ab. Für 10 L Gefäße gibt es Sensoren unterschiedlicher Länge, abhängig von minimalen Arbeitsvolumen.

2.

Schrauben Sie die Armatur der Redox-Elektrode handfest ein. Benutzen Sie keine(n) Zange oder Schlüssel!

3.

Um ein Austrocknen der Redox-Elektrode zu verhindern, füllen Sie das Kultur gefäß nach Einbau aller Teile mit Wasser oder Kulturmedium.

4.

Das Kabel darf nicht autoklaviert werden. Zum Schutz des Sensorensteckers vor der Dampfeinwirkung beim Autoklavieren können Sie die gelieferte Schutzkappe aufstecken oder den Stecker mit Alufolie umwickeln.

5.

Nach dem Autoklavieren und Aufstellen des Kulturgefäßes am Arbeitsplatz bzw.

vor Prozessstart schließen Sie die Elektrode am Mess- und Regelsystem an.

Bei Bioreaktoren mit mehreren Kulturgefäßen (BIOSTAT ® Bplus Twin, B Twin, Qplus,

B-DCU) beachten Sie, welches Messverstärker-Panel dem jeweiligen Kulturgefäß zugeordnet ist.

Redox-Elektrode

4.6 Trübungssonde

FUNDALUX ® II

FUNDALUX

Fundalux ® “.

® Systeme zur Ermittlung der optischen Dichte mittels Trübungsmessung sind optional erhältlich. Weitere Details finden Sie in der t

„Bedienungsanleitung


5. Externes Zubehör zum Einbau und Anschluss

5.1 Abluftkühler


5. Externes Zubehör zum Einbau und Anschluss

Abluftkühler vermindern den Feuchtegehalt der Abluft. Die Kühler besitzen einen

Doppelmantel zur Durchleitung von Kühlwasser. Die Feuchtigkeit der Abluft kondensiert am kühlwasserumströmten Innenrohr. Dies vermindert das Risiko, dass der

Abluftfilter blockiert und Flüssigkeitsverluste durch Verdunstung, besonders bei

Langzeitprozessen.

Bei Blockade des Abluftfilters wird das Kulturmedium unzureichend begast.

Der Innendruck im Kulturgefäß kann unzulässig ansteigen oder unsteril über die

Anschlüsse der Deckeleinbauten abgebaut werden (bei deren unsachgemäßem

Einbau oder wenn die Dichtungen defekt sind).

Bei Montage auf der optionalen Klapphalterung können Sie den Abluftkühler um legen, wenn Sie das Kulturgefäß in den Autoklaven stellen. Dann reicht ein Autoklav mit entsprechend niedrigerem Innenraum für die Unterbringung des Kulturgefäßes aus.

BB-8841208 Abluftkühler UniVessel ® 0,5 L, für BIOSTAT ® Qplus y Anschluss PG 13,6 d 4 y Einbau in Deckelöffnung d 12 mm

BB-8846871 Abluftkühler UniVessel ® 1/2 L, für BIOSTAT ® Aplus, Qplus y Kühlwasseranschluss: gewebeverstärkte Silikonschläuche, mit Schnellkupplungen y Einbau in Deckelöffnung d 19 mm

BB-8846880 Abluftkühler für UniVessel ® 5 L, für BIOSTAT ® Aplus y Einbau in Deckelöffnung d 19 mm y Ausstattung, Einbau in Deckelplatte wie oben

BB-8846905 Abluftkühler UniVessel ® 0,5 L, für BIOSTAT ® B-DCU II y Einbau in Deckelöffnung d 12 mm

BB-8846906 Abluftkühler UniVessel ® 1/2 L, für BIOSTAT ® Bplus, B, B-DCU II y Einbau in Deckelöffnung d 19 mm

BB-8846907 Abluftkühler für UniVessel ® 5/10 L, für BIOSTAT ® Bplus, B, B-DCU II y Einbau in Deckelöffnung d 19 mm

Eine Klapphalterung für den Abluftkühler zur Höhenregulation im Autoklaven ist optional erhältlich (siehe auch

t

„Kapitel 5.1.2.2“)

Die Höhenregulierten Maße entnehmen Sie bitte der Tabelle

t

„2.3.2“.

64 Externes Zubehör


5.1.2.1 Montage am Kultur gefäß ohne Klapphalterung

O-Ring (2)

1.

Stecken Sie den Abluftkühler in die Deckelöffnung und schrauben ihn fest.

2.

Montieren Sie den Abluft-Sterilfilter über ein Stück Silikonschlauch t

„Montage des Abluftfilters“.

3.

Sie schliessen die Kühlwasserzufuhr und den -ablauf nach der Autoklaven sterilisation an.

Beachten Sie die Markierungen für Zu- und Rücklauf an den Schlauchadaptern.

(1) Kopfstück Abluftkühler B5, 18,77 +1,78, EPDM/FDA

(2) O-Ring (1) Armatur-Deckelöffnung, 15,6 +1,78, EP

Abluftkühler für 2 L Kulturgefäß

(Abbildung als Beispiel für die

Version BIOSTAT ® Aplus)

O-Ring (1)

Externes Zubehör 65

5.1.2.2 Aufbau mit

Klapphalterung

Aufbau mit Klapphalterung

5.1.2.3 Umklappen des Abluftkühlers

5.1.2.4 Anschließen der Kühlwasserversorgung

1.

Stecken Sie den Adapter (2) der Klapphalterung (1) in die Deckelöffnung, die für den Abluftkühler vorgesehen war, und schrauben sie fest.

2.

Ersetzen Sie die nächstliegende Deckelverschraubung durch die Verschraubung

(4) mit dem Stift für die Stütze der Klapphalterung.

3.

Stecken Sie die Stütze (3) auf den Stift und fixieren sie mit der Feststellschraube

(5).

4.

Stecken Sie den oberen Adapter (6) der Klapphalterung in die Bohrung der Stütze und fixieren ihn mit der Feststellschraube.

5.

Schrauben Sie den Abluftkühler (7) in den Adapter oben am Schlauchstück.

6.

Schliessen Sie den Abluftfilter über ein Stück Silikonschlauch am Abluftkühler an t

„Montage des Abluftfilters“.

7.

Kühlwasserzufuhr und -ablauf schliessen Sie nach der Sterilisation des Kultur gefäßes an, bevor Sie den Prozess starten.

1.

Lösen Sie die Schraube in der Stütze, die den Adapter des Abluftkühlers hält (6).

2.

Ziehen Sie den Adapter aus der Stütze.

3.

Legen Sie den Abluftkühler um.

4.

Nach dem Autoklavieren und Aufstellen des Kulturgefäßes am Arbeitsplatz stecken Sie den Adapter mit dem Abluftkühler wieder in die Bohrung der Stützen und fixieren ihn mit der Feststellschraube.

1.

Schliessen Sie die Leitungen für Kühlwasserzufuhr und -ablauf vom Grundgerät bzw. Temperiermodul am Abluftkühler an. Beachten Sie die Markierungen für

Zu- und Rücklauf.

2.

Öffnen Sie die Kühlwasserzufuhr, wenn Sie die Begasung des Kulturgefäßes aktivieren.

3.

Kühlwasser wird mit der konstanten Durchflussrate durch den Abluftkühler geleitet, wie durch die Armaturen im Grundgerät des Bioreaktors vorgegeben oder am Temperiermodul bzw. Laboranschluss der Kühlwasserzufuhr eingestellt gemäß Dokumentation zur t

„Installation und Betrieb des Grundgerätes bzw.

Temperiermoduls“.

Bei hohem Kühlwasserverbrauch und Langzeitprozessen empfiehlt sich der

Einsatz eines Kühlthermostaten, z.B. eines Durchlaufkühler.


5.2 Sterilfilter für Gaszufuhr und Abluft



5.2.2.1 Montage und

Anschliessen des Zuluftfilters

2

Membran-Sterilfilter

1

Die Zuluft- und Abluftfilters sind autoklavierbare Membranfilter in Kunstoffgehäuse.

Die Porengrösse von ca. 0,2 μm sichert die sterile Luft- bzw. Gaszufuhr zum Kultur gefäß und die sterile Entlüftung.

y Sie benötigen die Filter für folgende Anschlüsse:

– Gaszufuhr über das Begasungsrohr im Kulturgefäß („Sparger“)

– Gaszufuhr über Silikonschlauchmembran bei der Ausstattung mit dem

Begasungskorb zur blasenfreien Begasung t

„Membranbegasungssystem“

– Gaszufuhr in den Kopfraum („Headspace“), z.B. bei Ausführungen „Exclusive

Flow“ des Begasungsmoduls am Bioreaktor

– Abluft aus dem Kopfraum

– Abluft aus der Silikonschlauchmembran bei der Ausstattung mit dem

Begasungskorb

17805—————E

BB-8846928

Zu-| Abluftfilter Midisart 2000, 12 Stück

Scheibenfilter für Einsatz als Zu- und Abluftfilter y PTFE-Filter in Polypropylen Gehäuse y Porengröße 0,2 μm y Filterfläche 20 cm

2 y Flussrate bei 0,1 bar

ü

5l/min y Autoklavierbar bei 121°C mind. 20+ y Beidseitig Schlaucholiven für Schläuche ab d i = 3,2 mm

Abluftfilter Sartofluor Kapsule

Filterkapsel für Einsatz als Abluftfilter y PTFE-Filter in PP-Kapsule y Porengröße 0,2 μm y Filterfläche 0,03 m

2 y Beidseitig Schlaucholiven für Schläuche ab d i = 4 mm

Achten Sie bei der Filtermontage unbedingt auf die Flussrichtung der jeweiligen

Gasgemische.

Achten Sie dabei auf die „IN“ Markierung auf den Filtern!

Sie markiert die Seite des Gaseingangs

Wenn Sie den Schlauch (2) nicht abklemmen, kann während der Sterilisation

Kulturmedium über das Begasungsrohr in die Leitung gedrückt werden und den

Filter blockieren.

1.

Schliessen Sie den Zuluftfilter (2) mit einem Stück Silikonschlauch am Begasungsrohr im Kulturgefäß an (oder am Eingang für den Membranbegasungskorb, falls eingebaut).

2.

Klemmen Sie den Schlauch vor der Autoklavensterilisation mit einer Schlauchklemme ab.

3.

Ist Kopfraumbegasung vorgesehen, schliessen Sie einen 2. Filter an einem

Universaladapter an, der in den Kopfraum reicht. Den Schlauch müssen Sie nicht abklemmen.

4.

Schliessen Sie ein ausreichend langes Stück Schlauch für die Verbindung zum

Grundgerät oder Begasungsmodul des Bioreaktors an der Schlaucholive (1) an.


5.2.2.2 Montage und

Anschluss des Abluftfilters

5.2.2.3 Abluftfilter beim Membranbegasungskorb

5.2.2.4 Anschluss des Bioreaktors

1.

Schliessen ein kurzes Stück Silikonschlauch (3,2 +1,6 mm) an die Schlaucholive

(2) an.

2.

Verbinden das freie Ende des Silikonschlauches mit der Schlaucholive am Abluftkühler.

3.

Am offenen Ausgang (1) muss kein Schlauch angeschlossen werden. Die Abluft kann frei in dem Raum blasen. Ausnahme: Sie möchten eine Abgasanalyse anschließen.

Den Schlauch der Abluftstrecke dürfen Sie nicht abklemmen. Die Abluftstrecke dient beim Erhitzen und Abkühlen im Autoklaven zum Druckausgleich mit der

Umgebung.

Der Schlauch darf sich nicht ungewollt lösen können. Gelangt unsterile Luft in das Kulturgefäß, können Umgebungskeime den Prozess stören.

Prüfen Sie die Abluftstrecke nach der Sterilisation. Aufschäumendes Medium kann in die Abluftstrecke eingedrungen sein. Ggf. müssen Sie den Filter ersetzen.

1.

Schliessen ein Stück Silikonschlauch an die Schlaucholive (2) am Universaladapter in der Deckelplatte an, der mit dem Ausgang vom Membranbegasungskorb verbunden ist.

2.

Zur Kopfraumentlüftung verwenden Sie den Abluftkühler und dort angeschlos senen Filter.

3.

Nach der Sterilisation und Aufstellen am Arbeitsplatz befestigen Sie die Druck haltestation t

Membranbegasungssystem am Kulturgefäß und verbinden den

Abluftfilter (1) damit.

Die Gaszufuhr zum Kulturgefäß erfolgt über die Kontrolleinheit oder das Begasungsmodul.

1.

Verbinden Sie den Zuluftfilter mit dem Ausgang „Sparger“ an der Kontrolleinheit bzw. am Begasungsmodul.

2.

Bei Kopfraumbegasung verbinden Sie den Kopfraumfilter mit dem Ausgang

„Overlay“ (nur bei der Ausführung bzw. mit dem Begasungsmodul „Exclusive

Flow“).


5.3 Kühlfinger Kühlfinger dienen zur Kühlung der einwandigen Kulturgefäße.

Die Regelung der Kühlwasserzufuhr erfolgt über die Temperaturregelung des

Bioreaktors.

Die Kühlfinger lassen sich auch direkt an separate Kühlgeräte anschließen, wenn das normale Kühlwasser keine ausreichende Kühlung ermöglicht.


BB-8846456 Kühlfinger UniVessel ® 1 L, für BIOSTAT ® Aplus, Qplus y

Einbau in d 19 mm Deckelöffnung:

– Einbautiefe HE = 160 [mm], Tauchrohr d T = 12 mm y

Anschluss über Schnellkupplungen und gewebeverstärkte

Silikonschläuche

BB-8847819 Kühlfinger UniVessel ® 2 L, für BIOSTAT ® Aplus y

Wie Kühlfinger UniVessel ® 1 L, Einbautiefe HE 210 mm,

Tauchrohr d T = 18 mm

BB-8847827 Kühlfinger UniVessel ® 5 L, für BIOSTAT ® Aplus y

Wie Kühlfinger UniVessel ® 1 L, Einbautiefe HE 310 mm, Tauch-

BB-887818 rohr d T = 18 mm

Kühlfinger UniVessel ® 1 L, für BIOSTAT ® Bplus, B, B-DCU II y

Einbau in d19 mm Deckelöffnung:

– Einbautiefe HE = 160 [mm], Tauchrohr d T = 12 mm y

Anschluss über Schnellkupplungen und gewebeverstärkte

Silikonschläuche

BB-8847822 Kühlfinger UniVessel ® 2 L, für BIOSTAT ® Bplus, B, B-DCU II y











2 3

1

Die Schläuche (2) für die Verbindung zum Bioreaktor oder einem separaten Kühlgerät sind über Schnellkupplungen am Kühlfinger angeschlossen. Die Adapter an den

Schläuchen sind markiert: y Zulauf: Schlauch mit Schnellkupplung (3), y Rücklauf: Schlauch mit Stecktülle (1).

Mitgeliefert werden Schläuche zum Anschluss am Grundgerät gemäß t

„Temperiermodul für einwandige Gefäße“. Sollen andere Kühlgeräte angeschlossen werden, montieren Sie ausreichend lange Schläuche.

Austausch defekter Schläuche

1.

Montieren Sie die Stecktülle am Rücklauf- und die Verschlusskupplung am

Zulaufschlauch. Sichern Sie die Schläuche gegen Abrutschen.

2.

Befestigen Sie den Schlauch mit der Verschlusskupplung am Zulauf des Kühlfingers und den Schlauch mit der Stecktülle am Rücklauf. Beachten sie die Markierungen

D

T

Kühlfinger, Beispiel UniVessel ® 2 L für BIOSTAT ® Aplus

5.3.2.1 Montage am Kulturgefäß

5.3.2.2 Anschluss und Betrieb der Kühlwasserzufuhr

1.

Schrauben Sie den Kühlfinger in eine freie Öffnung d 19 mm in der Deckelplatte des Kulturgefäßes. Ziehen Sie die Überwurfmutter sorgfältig handfest an.

2.

Fixieren Sie die Schläuche am Kulturgefäß, bevor Sie das Kulturgefäß transportieren und in den Autoklaven stellen.

3.

Prüfen Sie den festen Sitz des Kühlfingers in der Deckelplatte nach dem Auto klavieren.

Betriebsdruck bei separatem Kühlkreislauf nur für Kühlfinger: max. 1,5 bar(ü).

Die Kühlwasserzufuhr über einen separaten Kühlkreislauf muss manuell geregelt werden. Die Temperaturregelung des Bioreaktors wirkt dann nur auf die Heizung.

Bei sehr niedrigen Temperaturen kann sich Kondenswasser bilden.

Achten Sie darauf, dass abtropfendes Kondenswasser keine Störungen verursacht oder Geräte beschädigen kann.

Nach dem Autoklavieren und Aufstellen des Kulturgefäßes am Arbeitsplatz:

1.

Schliessen Sie die Kühlwasserschläuche an der Kontrolleinheit des Bioreaktors an (oder am Temperiermodul für einwandige Kulturgefäße). Beachten Sie die

Markierungen für Zulauf und Rücklauf.

2.

Bei direktem Anschluss an externe Kühlgeräte oder Kühlkreisläufe schliessen Sie die Schläuche über passende Adapter an. Die Anschlüsse dürfen sich unter Druck nicht ungewollt lösen.

3.

Stellen Sie den Vordruck der Kühlwasserzufuhr ein t

„P&I-Diagramm“.


5.4 STT-Kupplung


Mit der STT-Schnellkupplung lassen sich sterile Schlauchverbindungen schnell und sicher herstellen. Damit können Leitungen und Gefäße zum Beimpfen, für die Zufuhr von Korrekturmitteln oder auch zum Transfer entnommener Kulturmedien sterilsicher angeschlossen werden.

Der Kupplungsteil der STT-Schnellkupplung wird normalerweise an der Leitung zum

Kulturgefäß, der Steckerteil an der Transferleitung vom Vorratsgefäß oder zum Erntegefäß angeschlossen.

BB-8809240 STT-Schnellkupplungshälfte (weiblich) y autoklavierbare Schnellkupplungshälfte aus Edelstahl y zur sterilen Verbindung von Schläuchen mit Innendurchmesser

BB-8809208

3,2 ... 5,0 mm y Lieferumfang: weibliche Kupplungshälfte, 1 Blindstopfen

STT-Kupplungshälfte (männlich) y zur sterilen Verbindung von Schläuchen mit Innendurchmesser

BB-8809410

3,2 ... 5,0 mm y Lieferumfang: männliche Kupplungshälfte, 1 Kappe

STT-Schnellkupplungshälfte (weiblich) y zur sterilen Verbindung von Schläuchen mit Innendurchmesser

1,6 ... 2,0 mm

BB-8809402 STT-Kupplungshälfte (männlich) y zur sterilen Verbindung von Schläuchen mit Innendurchmesser

1,6 ... 2,0 mm



5.4.2.1 Montage

1 2

6

3

4

7 5

Kupplungsteil der STT-Kupplung vorbereiten und anschliessen

9

6

8

10

Bereiten Sie Vorratsgefäße und den Anschluss am Kulturgefäß so vor, dass sich der

STT-Stecknippel an der Leitung vom Gefäß mit dem Medium und die STT-Verschlusskupplung am Anschluss zum Kulturgefäß befindet. Schliessen Sie die STT-Komponenten jeweils vor der Sterilisation an.

Montage und Anschluss des Kupplungsteils (7):

1.

Legen Sie die Schlitzmembran (2) in den Membranhalter (1).

2.

Schrauben Sie den Adapter (3) auf den Membranhalter (1).

3.

Schneiden Sie ein Stück Silikonschlauch (4) zu und befestigen es am Kupplungsteil und am Zugabestutzen am Kulturgefäß.

4.

Stecken Sie den Blindstopfen (5) auf. Er hält die Membran nach dem Autoklavieren steril, bis das Steckerteil verbunden wird.

5.

STT-Kupplungsteil zusammen mit dem Kulturgefäß autoklavieren.

STT-Steckerteil am Vorratsgefäß anschliessen:

1.

Schneiden Sie ein ausreichend langes Stück Silikonschlauch (10) als Transferleitung zu und befestigen es am Stecknippel (8) sowie am Entnahmerohr des

Gefäßes.

2.

Stecknippel (8) mit Sterilkappe (9) verschliessen. Die Kappe schützt den Stecknippel vor Kontaminationen, bis das Impfgut bzw. Medium überführt werden soll.

Steckerteil der STT-Kupplung anschliessen

5.4.2.2 Anschluss der STT Schnellkupplung

1.

Blindstopfen von der Kupplung (7) und die Sterilkappe vom Stecknippel (8) entfernen.

2.

Stecknippel in die Verschlusskupplung stecken und durch die Schlitzmembran drücken. Die Teile zusammenpressen und verdrehen, bis der Zylinderstift (6) arretiert.

7

8

6

STT-Kupplungsteile verbinden

5.4.2.3 Überführen von

Medium

1.

Vorratsgefäß hochheben, um das Medium zu überführen, oder den Schlauch in eine Pumpe legen.

2.

Bei Verwendung zur Probenentnahme und Ableitung in ein Erntegefäß können

Sie das Medium mit einer Schlauchpumpe fördern.

3.

Wollen Sie eine weitere Leitung anschliessen, ziehen Sie den Stecknippel aus dem

Kupplungsteil heraus. Verbinden Sie die nächste Zuleitung oder verschliessen das

Kupplungsteil mit dem Blindstopfen, bis Sie den Anschluss wieder benötigen.


5.5 Bypass-Probennehmer



Membranhalter

Rücklauf Vorlauf

Entnahmerohr

Schlauchpumpe

Kulturgefäß

Aufbau des Bypass

Rücklauf

Probenentnahme

O-Ring

2-Kanal-Adapter

Deckeldurchgang d 19 mm

Teflonrohr oder

Silikonschlauch

Zweikanal-Schraubstutzen

Der Bypass-Probennehmer erlaubt es, Kulturmedium in einem geschlossenen, sterilen

Kreislauf aus dem Kulturgefäß zu entnehmen, durch einen Membranhalter und wieder zurück in das Gefäß zu leiten. Der Membranhalter enthält eine selbstschliessende

Anstechmembran, die sich z.B. mit einer Injektionsspritze durchstechen läßt.

Dadurch kann der Bypass-Sampler eingesetzt werden zur:

1.

Entnahme kleiner Probenvolumina, z.B. für die off-line Analyse von Medienbestandteilen, bei der Sie möglichst aktuelle, repräsentative Proben benötigen.

2.

Zugabe von Medien, deren Wirkung auf die Kultur Sie untersuchen wollen, z.B. Vitamine, Seren oder spezielle Induktoren bzw. Inhibitoren für die Stoff wechselfunktionen der Zellen.

BB-8844348

By-pass Probennehmer M/B

y Membranhalter mit Anstechmembran y Zweikanal-Schraubstutzen 19 mm für die Montage auf dem

Kulturgefäß y 2 m Silikonschlauch 1,6 +1,6 mm für die Bypass-Leitung y 0,25 m PTFE-Schlauch 3,5 +1,0 mm als Probensteigrohr

Montage- und Anschluss

1.

Schneiden Sie das Teflonrohr oder ein Stück Silikonschlauch als Entnahmeschlauch | auf eine Länge zu, die es erlaubt repräsentative Proben in geeigneter

Höhe aus dem Medienraum im Kulturgefäß zu entnehmen.

Anstelle des Zweikanal-Schraubstutzens können Sie das Dip-Tube anschliessen und das Medium über einen freien Adapter oder Impftstutzen in das Kulturgefäß zurückleiten.

2.

Dimensionieren Sie die externen Schläuche für die Verbindung zum Membran halter und den Rücklauf in das Kulturgefäß ausreichend lang, um eine Schlauchpumpe zum Transfer des Kulturmediums durch den Bypass verwenden zu können.

Vorbereiten der Probenentnahmevorrichtung

1.

Bei Verwendung des Zweikanal-Schraubstutzens: Stecken Sie den Entnahmeschlauch (das Rohr) für die Medienentnahme aus dem Kulturgefäß von unten auf eine der Schlaucholiven. Schrauben Sie den Stutzen in einen 19 mm Deckelöffnung.

2.

Montieren Sie den Schlauch zum Membranhalter an der Schlaucholive über dem

Entnahmeschlauch des Zweikanal-Schraubstutzens bzw. am Dip-Tube des Kulturgefäßes.

3.

Den Rücklaufschlauch vom Membranhalter können Sie an der freien Schlauch olive des Zweikanal-Schraubstutzens, an einem freien Deckelöffnung oder an einem Anstechstutzen anschliessen.


Silikonschlauch

Kappe

O-Ring

Überwurfmutter

Scheibe

Schlitzmembran

Grundkörper

Vorbereiten des Membranhalters

1.

Legen Sie die Schlitzmembran in den Grundkörper und fixieren sie mit der

Scheibe und der Überwurfmutter.

2.

Stecken Sie die Schutzkappe auf.

3.

Schliessen Sie die Bypass-Leitung an. Vor der Autoklavensterilisation klemmen Sie den Schlauch mit einer Schlauchklemme ab.

4.

Sie können Membranhalter und Bypass mit dem Kulturgefäß autoklavieren.

Membranhalter des Bypass Sampler

Kappe

Überwurfmutter

Injektionsspritze

Scheibe

Schlitzmembran

Grundkörper

Dosieren von Medien bzw. Entnehmen von Proben

1.

Für Medienzugabe bereiten Sie eine Spritze mit der sterilen Substanz vor. Für die

Probenentnahme verwenden Sie eine leere, ggf. sterile Spritze.

2.

Zur Probenentnahme pumpen Sie das Kulturmedium einige Zeit durch den

Bypass. Damit erhalten Sie eine repräsentative Probe.

3.

Nehmen Sie die Kappe vom Bypass-Sampler ab. Flammen Sie die Membran ab oder benetzen sie mit Desinfektionsmittel.

4.

Stechen Sie die Spritze durch die Membran, spritzen das Medium ein bzw. ziehen die Probe. Nehmen Sie die Spritze heraus und setzen die Kappe wieder auf.

Anstechen des Bypass Samplers

5.6 Weiteres Zubehör

Das Abflammen der Anstechmembran ist der Verwendung von Desinfektions mitteln vorzuziehen. Desinfektionsmittel. z.B. Alkohole, können noch Sporen enthalten und die Kultur kontaminieren oder Reste können beim Anstechen der

Membran in dem Bypass gelangen.

Bei der Montage von weiterem Zubehör wie beispielsweise

– Heizmanschetten und

– Antriebsmotoren gehen sie gemäß t

„Installationsanleitung Bioreaktorsteuerung“ vor


6. Gefäßausrüstung vor Prozessbeginn

6.1 Korrekturmittelflaschen



6. Gefäßausrüstung vor Prozessbeginn

Für die unterschiedlichen Korrekturmittel oder Substrate sind verschiedene Vorlageflaschen (auch „Korrekturmittelflaschen“) erhältlich.

Wenn Sie große Volumina benötigen, können Sie Vorrats- | Ernteflaschen

(Ballonflaschen aus Polypropylen) mit einem Volumen von 10 L, 20 L oder 50 L einsetzen.

Generell weisen alle Korrekturmittelflaschen ein

– Kopfstück aus Edelstahl 1.4435

und einen

– Belüftungsfilter 0,2 μm auf.

Autoklavierbare Glasflasche aus Borosilikatglas, mit zwei Schaucholiven für 3,2

+1,6 mm Schlauch y Schraubkappe mit Silikondichtung y PTFE-Schlauch, säure-|lauge- und temperaturbeständig

BB-8823600 Vorratsflasche 250 mL

BB-8841234

BB-8823618

BB-8823675

Vorratsflasche 250 mL 4 Ports

Vorratsflasche 500 mL

Vorratsflasche 1000 mL

Autoklavierbare Ballonflasche aus Polypropylen, mit 3 Schlaucholiven für 3,2

+1,6 mm Schlauch y Deckelverschraubung mit Silicondichtung y Silikonschlauch 3,2+1,6 mm, 40 cm Länge

BB-8823642 Vorrats- | Ernteflasche 10 L

BB-8823650

BB-8823669

Vorrats- | Ernteflasche 20 L

Vorrats- | Ernteflasche 50 L

Verletzungsgefahr durch Glasbruch! Bei Säuren und Laugen Gefahr von

Verätzungen!

Beschädigte Glasflaschen können im Autoklaven oder beim Handhaben zer brechen und die Medien, z.B. Säuren oder Laugen, können ungewollt freiwerden.

Auch bei beschädigten Schläuchen können Medien ungewollt freiwerden.

Behandeln Sie die Glasflaschen vorsichtig. Tauschen Sie beschädigte Flaschen aus.

Prüfen Sie Silikondichtungen und –schläuche sowie die Belüftungsfilter regelmäßig auf Beschädigung und erneuern sie regelmäßig.

Schützen Sie sich vor Verätzungen. Benutzen Sie Schutzhandschuhe und eine

Schutzbrille.

Alle Ausrüstungen müssen gegen die eingesetzten Korrekturmittel beständig sein. Ist dies nicht sichergestellt, müssen Sie die Beständigkeit prüfen.

Vermeiden Sie den Einsatz von Salzsäure (HCL) zur pH-Regelung. HCL kann auch

Edelstahlteile angreifen.

Stellen Sie sicher,dass das Totalvolumen des Kulturgefäßes durch das Zusatzvolumen der Vorlageflaschen nicht überschritten werden kann. Zur Sicherheit können Sie ein leeres Erntegefäß mit einem Dip Tube koppeln, so dass eventuell

übertretendes Medium sicher austreten kann.

Gefäßausrüstung 75

6.1.2.1 Vorbereitung und

Anschluss der Flaschen

5

4

3

2

6

7

1

Korrekturmittelflasche 250 mL

Bei langdauernden bzw. kontinuierlichen Prozessen sollten Sie mehrere Flaschen vorbereiten, um genügend sterile Lösung verfügbar zu haben.

1.

Stecken Sie das Teflonrohr (7) auf eine Schlaucholive. Kürzen Sie es, dass es bis ca. 1-2 mm über den Flaschenboden reicht.

2.

Füllen Sie die Flasche (1) mit Säure, Lauge, Antischaumlösung oder Substrat.

Legen Sie die Silikondichtung (2) und das Kopfstück (3) auf den Glasrand und schliessen die Flasche mit der Schraubkappe (4).

3.

Stecken Sie ein Stück Silikonschlauch (6) auf die Schlaucholive, an der das

Teflonrohr (7) montiert ist.

Der Transferschlauch muss lang genug sein, so dass Sie ihn in die zugehörige

Schlauchpumpe legen können.

4.

Montieren Sie den Sterilfilter (5) mit Silikonschlauch an die verbleibende

Schlaucholive auf der Flasche.

5.

Fixieren Sie alle Schläuche mit Schlauchbindern.

Anschluss der Flaschen

1.

Verbinden Sie die Transferschläuche mit dem Zugang in der Deckelplatte t

„4-fach Zugabestutzen“ oder t

„Universaladapter“. Sichern Sie die Schlauchanschlüsse mit Schlauchbindern.

2.

Falls noch nicht erfolgt, montieren Sie den Flaschenhalter am Kulturgefäß und stellen die Flaschen hinein t

„Flaschenhalter“.

3.

Klemmen Sie die Schläuche vor der Sterilisation mit Schlauchklemmen ab.

Bei Überdruck in den Flaschen darf kein Medium in den Schlauch bzw. in das

Kulturgefäß gedrückt werden.

4.

Autoklavieren Sie die Korrekturmittelflaschen zusammen mit dem Kulturgefäß.

5.

Stellen Sie das Kulturgefäß mit den Korrekturmittelflaschen am Arbeitsplatz auf.

Anschluss zusätzlicher Korrekturmittelflaschen im Prozess:

Arbeiten Sie beim Anschluss zusätzlicher, separat autoklavierter Flaschen am Kulturgefäß sorgfältig steril, um Kontaminationen der Kultur zu vermeiden. Sie können solche Flaschen einfach und sicher über eine t

„STT-Kupplung“ anschließen.

Einbau in die Schlauchpumpen

76 Gefäßausrüstung

6.2 Handprobennehmer Der Handprobennehmer dient zur diskontinuierlichen Entnahme von Proben aus dem

Kulturgefäß.


Der Handprobennehmer, Art.-Nr. BB-8844623, umfasst ein Probenröhrchen, Volumen

15 mL (Pos. 2), eine Absaugspritze mit 0,2 μm, Filterd 25 mm als Spritzenvorsatz (4) und den Klemmhalter zum Befestigen an einer Stativstange des Kulturgefäßes.

Hinzu kommen Silikonschläuche (Entnahmeschlauch d 3,2 +1,6 mm, Schlauch für

Spritze d 1,6 +1,6 mm) und eine Schlauchklemme. Der Deckel des Sammelröhrchens besitzt 3 Schlaucholiven für den Entnahmeschlauch vom Kulturgefäß (1), für den

Probenauslass (5) sowie die Spritze (3). Der Sterilfilter an der Spritze verhindert das

Eindringen unsteriler Luft beim Ansaugen und Ausdrücken der Proben.


6.2.2 Montagehinweise 1.

Kappe des Probenröhrchens abschrauben. Am Steigrohr unten ein Stück Silikonschlauch d 3,2 +1,6 mm aufstecken, das bis zum Boden des Röhrchens reicht.

Beim Ausdrücken einer Probe kann das Röhrchen so vollständig entleert werden.

Zuletzt die Kappe wieder festschrauben.

2.

Ein Stück Silikonschlauch d 3,2 +1,6 mm (5) auf die Schlaucholive mit dem

Steigrohr stecken. Es dient zum Ausdrücken der Probe aus dem Sammelröhrchen.

3.

Ein Stück Silikonschlauch d 3,2 +1,6 mm (1) für die Verbindung zum Kulturgefäß auf die Schlaucholive und am Kulturgefäß auf die Schlaucholive des Probennahmesteigrohrs stecken. Diese Leitung dient zum Absaugen der Probe.

4.

Sterilfilter (7) auf die Spritze stecken und mit Silikonschlauch d 1,6 +1,6 mm (3) an die freie Schlaucholive am Probenröhrchen anschließen.

5.

Mit der Feststellschraube (19) den Halter für den Handprobennehmer an eine

Stativstange (11) am Kulturgefäß klemmen. Das Probenröhrchen und die Spritze in den Halter stecken.

6.

Vor dem Autoklavieren die Leitung zum Kulturgefäß (1) mit Schlauchklemme abklemmen, damit Überdruck im Kulturgefäß kein Medium in das Probenröhrchen drücken kann. Klemmen Sie auch die Leitung zum Entleeren (5) ab.

7.

Komplett montierten Handprobennehmer zusammen mit dem Kulturgefäß autoklavieren.

Handprobennehmer:

- oben: seitliche Ansicht

- unten: Ansicht von oben

78 Gefäßausrüstung

6.2.3 Bedienhinweise für die Probenentnahme

6.3 Flaschenhalter

1.

Zur Vorbereitung einer Probenentnahme bei offenem Auslassschlauch (5) den

Kolben der Spritze eindrücken.

2.

Die Schlauchklemme vom Verbindungsschlauch zwischen Kulturgefäß und Handprobennehmer (1) abnehmen. Klemmen Sie damit den Auslassschlauch (5) ab.

3.

Spritzenkolben (4) aufziehen. Dadurch saugen Sie die Proben über das Steigrohr aus dem Kulturgefäß. Soviel Probengut in das Probenröhrchen (2) überführen wie benötigt. Danach den Spritzenkolben wieder ein Stück eindrücken, damit das im

Verbindungsschlauch verbliebene Probengut wieder zurück in das Kulturgefäß gelangen kann.

4.

Schlauchklemme vom Auslassschlauch lösen und den Verbindungsschlauch zum

Kulturgefäß (1) abklemmen.

5.

Zum Überführen der Probe in ein externes Sammelgefäß für die weitere Verarbeitung den Kolben der Spritze langsam eindrücken. Das Probengut wird über das

Steigrohr im Sammelröhrchen in den Auslassschlauch (5) gedrückt.

Das Sammelröhrchen wie bei Schritt 5. beschrieben möglichst vollständig leeren.

Reste im Röhrchen können später entnommene Proben kontaminieren und nachfolgende Analysen verfälschen.

Der Sterilfilter-Spritzenvorsatz verhindert, dass über die Spritze unsterile Luft in das Probenröhrchen gelangt

Der Flaschenhalter wird einfach am Edelstahlgestell des Glasvessels eingehängt, damit man die Vorlageflaschen hineinstellen kann.

BB-8841232 Kulturgefäß Tablett für 3 +0,5 L UniVessel ®

BB-8846464 Flaschenhalter, UniVessel ® 1 L

BB-8847428 Flaschenhalter UniVessel ® 2 L



Flaschenhalter

Flaschenhalter Qplus


80 Notizen

Für Ihre Notizen

7. Anhang

7.1 Reinigung und Wartung

7.1.1 Maßnahmen nach vorangegangenem Einsatz

7.1.2 Demontage der Kulturgefäße

7. Anhang

Häufigkeit und Vorgehensweise der Reinigung und Wartung hängen davon ab, wie stark sich Bestandteile vom Kulturmedium, Zellen, Stoffwechselprodukte, z.B. Proteine, an die Gefäße und Einbauteile anlagern.

Biogefahren möglich, abhängig von den kultivierten Mikroorganismen und

Zellen.

Beachten Sie die Sicherheitsbestimmungen zum Umgang mit den Mikroorganismen oder Zellen und damit kontaminierten Geräten für Ihren Prozess.

Sie können das Kulturgefäß nach der Produktentnahme mit Wasser füllen und erneut autoklavieren.

Sind keine besonderen Sicherheitsbestimmungen zu beachten, können Sie das Kulturgefäß mit Wasser spülen.

Bei kurzen Pausen bis zum nächsten Prozess können Sie Wasser einfüllen, um ein Austrocknen der Sensoren zu verhindern.

Eine Demontage des Kulturgefäßes und Grundreinigung ist nur erforderlich zum

Umbau der Ausrüstungen, zur Wartung sowie für längere Betriebsunterbrechungen.

Sie kann erforderlich sein, wenn Sie im Folgeprozess anderen Mikroorganismen bzw.

Zellen kultivieren wollen.

Erneuern Sie die Glasgefäße sowie O-Ringe und Dichtungen an den Ausrüstungen bei Beschädigung und festhaftenden Verunreinigungen, die sich mit folgenden Maßnahmen nicht beseitigen lassen:

Glasgefäße können nach Demontage in einer laborüblichen Spülmaschine gereinigt werden.

Ablagerungen von Zellen und Zellresten auf dem Glas können Sie mit Laborglasreinigern oder mechanisch entfernen. Anorganische Ablagerungen lassen sich ggf. mit verdünnter Salzsäure lösen.

Metallteile, Dichtungen und O-Ringe können Sie mechanisch, mit Alkohol oder mit milden (nicht abrassiv oder korrodierend wirkenden) Reinigungsmitteln reinigen. Bei Einsatz chemischer Mittel müssen Sie alle Teile nach dem Reinigen gründlich mit Wasser spülen.

Für die Reinigung und Wartung der Sensoren beachten Sie die t

„Herstellerunter lagen“.

Der O-Ring im Gefäßdeckel kann festkleben. Achten Sie darauf, das Glasgefäß nicht anzustoßen oder fallen zulassen bzw. eingebaute Sensoren und Zubehörteile nicht zu beschädigen.

Bei Doppelmantelgefäßen können Sie das Glasgefäß so aus seinem Stativ ausbauen:

1.

Nehmen Sie die Schlauchadapter des Temperierkreislauf von den Glasstutzen am

Doppelmantel ab.

2.

Lösen und entfernen Sie alle von außen zugänglichen Ausrüstungen und Einbauteile (Motor, Sensoren, Signalkabel, Schlauchanschlüsse, Abluftkühler, etc.).

Lösen Sie die Deckelverschraubungen. Drehen Sie den Deckel etwas und heben ihn dann vorsichtig vom Glasgefäß.

3.

Heben Sie das Glasgefäß mit dem Stativ vorsichtig an und stellen es kopfüber mit dem Glasflansch bzw. Stativring auf eine saubere Unterlage, z.B. eine Gummimatte.

4.

Lösen Sie am Stativring die Schrauben der Auflagen, die das Glasgefäß halten.

Heben Sie das Stativ über das Glasgefäß heraus, ohne an den Glasstutzen anzustoßen.

Anhang 81

7.1.3 Rührwellen und

Motoranschlüsse | Reinigung und Wartung

7.1.3.1 Reinigung der

Rührwellen nach Prozessende

1

3

2

Bei einwandigen Kulturgefäßen können Sie das Glasgefäß so aus dem Stativ ausbauen:

1.

Demontieren bzw. trennen Sie alle von außen zugänglichen Ausrüstungen,

Anschlüsse und Einbauteile. Lösen Sie die Deckelverschraubungen. Heben Sie den

Deckel vorsichtig vom Glasgefäß.

2.

Zum Reinigen in einer Spülmaschine oder Austausch können Sie einwandige

Glasgefäße aus dem Stativ heben.

Arbeiten durch den Benutzer beschränken sich auf die Reinigung der Rührwelle bei

Verunreinigungen durch Zellen und Medienbestandteile und die Prüfung und den

Austausch des O-Rings, der den Rührwellenadapter gegen die Deckelplatte abdichtet.

Eine weitergehende Demontage, das Auswechseln sonstiger interner O-Ringe und

Wartung der Gleitringdichtungen darf nur durch qualifizierten Service erfolgen.

Falls die Rührwelle schwergängig ist oder blockiert, falls der Motor nicht aktiviert werden kann oder bei unwöhn lichen Laufgeräuschen verständigen Sie den Service.

Ersatz- und Verschleißteile

BB-39121135 O-Ring 23,47 +2,62, Rührwellenadapter UniVessel

Dichtung gegen Deckelöffnung

® 0,5 L,

BB-39121780 O-Ring 29,82 +2,62, Rührwellenadapter UniVessel ® 1–10 L,

Dichtung gegen Deckelöffnung

Stellen Sie vor Beginn der Reinigung sicher, dass alle O-Ringe (Pos. 4 und 8) intakt sind.

Gefahr der Zerstörung der Rührwelle

Rührwellen dürfen nicht in Laborspülmaschinen gereinigt werden, da ansonsten die Gefahr der Zerstörung der Rührwelle besteht!

Alle Teile, die während der Kultur nicht in direktem Kontakt mit dem Medium sind, dürfen nur oberflächlich gereinigt und desinfiziert werden (Abwischen mit

üblichen Laborreinigern, z.B. Ethanol)!

Die Motorkupplung (Pos. 1) muss während des Prozesses so montiert sein, dass der V-Ring (Pos. 3) leichten Druck erhält und so die darunter liegende Öffnung

(Pos. 2) abdichtet.

82 Anhang

Vor dem erneuten Einbau der gereinigten Rührwelle sollte die Gleitringpaarung auf Leichtgängigkeit überprüft werden. Wie in der Abbildung dargestellt, sollte die

Feder an der Rührwelle kurz nach unten gedrückt werden, so dass sich die Gleitringe kurz von einander lösen. Dieser Vorgang verhindert das dauerhafte Verkleben der

Gleitringe, sollte es zum Beispiel im Laufe des letzten Prozesses zu einer besonders starken Schaumbildung gekommen sein.

7.1.4 Rührerelemente |

Reinigung und Wartung

7.1.5 Schikanekorb, Stromstörer | Reinigung und Wartung

7.1.6 Begasungsrohr mit

Ringbrause | Reinigung und Wartung

Bei Bewuchs mit Zellen und Ablagerungen von Rückständen des Kulturmediums lassen sich die Rührer mit üblichen Laborreinigern sowie mechanisch reinigen.

Bei Rührern mit verstellbaren Rührerblättern prüfen Sie die Befestigung der Rührerblätter und die Einstellung der Anstellwinkel.


Rührer enthalten keine Verschleißteile. Ersatzrührer können über ihre Art.-Nr. bestellt werden.

Schikanekorb bzw. Stromstörer sind werkseitig montiert. Der Aus- und Einbau ist nur zur Reinigung erforderlich oder wenn Sie den O-Ring prüfen bzw. erneuern wollen.

Bei Bewuchs mit Zellen und Medienrückständen lassen sich alle Teile mechanisch reinigen.


BB-39120945 Informationen zum Ersatz- und Verschleißteile-Set finden Sie unter Kapitel t

„7.4.3“

Bauen Sie das Begasungsrohr aus der Deckelplatte aus, um den O-Ring (2) zu prüfen bzw. zu erneuern, zum Reinigen oder wenn Sie ein anderes Begasungssystem einsetzen wollen.

Ist die Ringbrause mit Medienrückständen aus vorangegangenen Prozessen bewachsen und sind die Bohrungen verstopft, können Sie das Rohr im Gegenstrom mit

Wasser spülen bzw. die Ringbrause mit einer Bürste oder Nadel reinigen. Falls dazu erforderlich, können Sie die Gewindestifte (4) aus der Ringbrause schrauben.

Wenn Sie Reinigungsmittel einsetzen, spülen Sie Begasungsrohr und Ringbrause sorgfältig mit Wasser, damit Rückstände des Reinigungsmittels den folgenden Prozess nicht stören.



„7.4.3“

Anordnung der Bauteile gemäß t

„Abbildung zum Begasungsrohr und Zeichnung zum Kulturgefäß“.

Anhang 83

7.1.7 Begasungsrohr mit

Micro-Sparger | Reinigung und Wartung

7.1.8 Begasungskorb |

Überprüfung, Reinigung und

Wartung der Kulturgefäße

Bauen Sie das Begasungsrohr aus der Deckelplatte aus, um den O-Ring (2) zu prüfen bzw. zu erneuern, zum Reinigen oder wenn Sie ein anderes Begasungssystem einsetzen wollen.

Ist die Fritte (5) mit Medienrückständen aus vorangegangenen Prozessen bewachsen und die Poren sind verstopft, können Sie das Rohr im Gegenstrom mit Wasser spülen.

Sie können die Fritte auch abschrauben und mit einer Bürste oder im Ultraschallbad reinigen.

Wenn Sie Reinigungsmittel einsetzen, spülen Sie Begasungsrohr und Fritte sorgfältig mit Wasser, damit Rückstände des Reinigungsmittels den folgenden Prozess nicht stören.


BB-38399120 Ersatzfritte (5)


„7.4.3“


„Abbildung zum Begasungsrohr und Zeichnung zum Kulturgefäß“.

Wenn während der Begasung oder beim Drucktest Blasen aus der Membran perlen, deutet dies auf Risse oder Löcher hin. Sie können versuchen, die Membran mit dem Silikonkleber zu reparieren. Ansonsten muss die Silikonmembran erneuert werden.

Der Begasungskorb ist werkseitig im Kulturgefäß montiert, soweit im Bestellumfang enthalten. Bei separater Lieferung kann die Membran auf dem Halter befestigt sein oder beiliegen.

Die Montage der Membran, der Ausbau aus bzw. Einbau im Kulturgefäß sind erforderlich,

– wenn die Silikonmembran erstmals montiert oder später erneuert werden muss,

– zum Reinigen oder Umrüsten des Kulturgefäßes auf eine andere Begasungseinrichtung

– wenn der O-Ring im Adapter überprüft bzw. ersetzt werden soll.

Montieren Sie eine Membran, wie unten gezeigt. Sie können vor dem Einbau im Kulturgefäß in einem Gefäß bzw. im Kulturgefäß mit Wasser einen Druckhaltetest (bei max. 1,3 bar(ü)) durchführen.

Erneuern der Silikonmembran:

1.

Wickeln Sie die beschädigte Membran vom Halter.

2.

Stecken Sie die neue Membran auf die Schlaucholive unten am Halter und wickeln sie gleichmäßig um die Streben. Die Kerben bewirken gleichmäßige

Abstände zwischen den Membranwindungen.

3.

Stecken Sie das Membranende auf die Schlaucholive oben am Halter. Sichern Sie die Anschlüsse auf den Oliven mit Schlauchbindern.

Die Membran darf weder zu straff noch zu locker auf dem Halter sitzen. Sie sitzt zu fest, wenn sie sich am Halter flachdrückt und zu locker, wenn sie nach Beaufschlagen mit Druck aus den Kerben herausrutscht.

84 Anhang

7.1.9 Universal-Adapter |


7.1.10 Impfstutzen (Septen) |


7.1.11 Dip-Tube zur

Medienzugabe oder Ernte |



BB-39971449

BB-39971414

BB-39820181

Silikonmembran 3 +0,35, Mindestbestellung 10 m, auf erforderliche Schlauchlängen kürzen: y Begasungskorb 1 L: 2,7 m y Begasungskorb 2 L: 5,2 m y Begasungskorb 5 L: 10,4 m y Begasungskorb 10 L: 16 m

Silikonschlauch 3,2 +1,6, für Verbindung Begasungskorb –

Stutzen in der Deckelplatte y 1 +200 mm (Zuschnitt auf 2 +100 mm)

Silikonkleber

BB-8810079 auf Anfrage

BB-39120945

BB-38336975

Membranfilter Midisart ® 2000

Druckhaltestation t

„Gefäßzeichnungen“, „Stücklisten“ zu den

Kulturgefäßen

Informationen zum Ersatz- und Verschleißteile-Set finden Sie unter Kapitel t

„7.4.3“

Adapter Deckelplatte für Schlauchanschluss Gaszufuhr und

-auslass


„Abbildungen zum Einbau des Begasungkorbs“.

y Überprüfen Sie einen für vorangegangene Prozesse eingesetzten Adapter, insbesondere das Innenrohr, und reinigen Sie es bei Verschmutzung. y Überprüfen Sie den O-Ring (3) und tauschen ihn aus, falls er beschädigt ist.



„7.4.3“

Erneuern Sie die Anstechmembran vor jedem neuen Prozess.

Überprüfen Sie die O-Ringe und ersetzen diese, falls erforderlich.


BB-39220672 Anstechmembran aus Latex (selbstdichtend nach Durchstechen

BB-39120945 und Herausziehen der Spritze | Anstechnadel


„7.4.3“

Das Innenrohr überprüfen und reinigen, falls Medienreste aus früheren Prozessen anhaften. Die O-Ringe (3) und (8) überprüfen und ggf. austauschen.


BB-39120945 Verschleißteilset „Kulturgefäße“

Nur höhenverstellbares Dip-Tube:

BB-38337630 Stutzen der Einbauarmatur

BB-39507521

BB-38337649

Sicherungsring 6 +0,7 DIN 471-A2 (7)

Klemmkonus (5)

BB-38336820

BB-39120945

Schraubkappe (6)


„7.4.3“

Anordnung: t

„Abbildungen zu Ernte- | Probenahmenrohren“ bzw. „Belegung der

Deckelöffnungen“.

Anhang 85

7.1.12 Spinfilter |


7.1.13 Leitrohr | Reinigung und Wartung

Mögliche Biogefahren bei kontaminierten Spinfiltern!

Beachten Sie die Sicherheitsrichtlinien zum Umgang mit kontaminierten

Ausrüstungen. Wir empfehlen, in solchen Fällen das Kulturgefäß vor Demontage und Ausbau des Spinfilters zunächst zu autoklavieren.

Der Spinfilter ist werkseitig montiert, wenn im Bestellumfang enthalten:

– Der Aus- und Einbau ist erforderlich zum Reinigen des Spinfilters

– Zum Umrüsten auf andere Probennahmesysteme kann der Spinfilter ausgebaut werden

– Die Probenentnahme aus dem Filtratraum des Spinfilters erfolgt mit dem

Dip-Tube SF:

– Aus- und Einbau sind erforderlich, wenn der O-Ring überprüft bzw. ersetzt werden soll.

Reinigung des Spinfilters:

1.

Sie können den Spinfilter in der Laborspülmaschine reinigen. Ist das Maschengewebe stark mit Medienresten oder Zellbruchstücken bewachsen, können Sie die

Aussenseite mechanisch reinigen, z.B. mit einer Bürste.

2.

Sie können den Spinfilter über Nacht bei 80 °C in 0,5m NaOH inkubieren. Danach können Sie mit 3% H3PO4 neutralisieren. Anschliessend sorgfältig mit deionisiertem Wasser spülen.

3.

Ggf. können Sie den Spinfilter zusätzlich in einem Ultraschallbad reinigen.

Wenn Sie Reinigungsmittel benutzen, achten Sie auf dessen biologische Verträglichkeit und spülen alle Teile nach dem Reinigen sorgfältig mit deionisiertem Wasser.


a. Anfrage O-Ring (4), Spinfilter – Rührerwelle UniVessel ® 1 L

BB-39120953

BB-39121011

O-Ring (4), Spinfilter – Rührerwelle UniVessel ® 2 L,

9,25 +1,78 EPDM/FDA


BB-39120830

BB-39120945

14,00 +1,78 EPDM/FDA


15,60 +1,78 EPDM/FDA


„7.4.3“

Anordnung der Bauteile: t

„Nachfolgende Abbildungen zum Spinfilter“.

Aus- und Einbau ist erforderlich zum Umrüsten oder Reinigen und wenn Sie den

O-Ring prüfen bzw. erneuern wollen.

Bei Bewuchs mit Zellen und Medienrückständen lassen sich alle Teile mechanisch reinigen.


BB-39120945 O-Ring, Einbauadapter – Deckelöffnung, 7,65 +1,78 (EPDM/FDA)

86 Anhang

7.1.14 Blindstopfen |


7.1.15 Pt-100 – Temperaturfühler | Reinigung und

Wartung

7.1.16 Antischaum- und

Niveauelektrode | Reinigung und Wartung

7.1.17 4-fach Zugabestutzen |


O-Ringe und Flachdichtung bei jeder Vorbereitung des Kulturgefäßes für einen

Prozess überprüfen. Verschmutzte Dichtungen reinigen. Bei Beschädigungen oder in regelmäßigen Wartungszyklen, wie durch den Prozess bedingt, austauschen.

Dichtungen nicht weiter verwenden wenn sie Druckstellen oder Haarisse aufweisen bzw. wenn das Material porös geworden ist.

Ersatz- und Verschleisteile

BB-39120945

BB-39120830


„7.4.3“

O-Ring für Blindstopfen d 19, 15,6 +1,78, EPDM

Anordnung der Teile: t

„Abbildungen zu Blindstopfen“.

O-Ringe beim Vorbereiten des Kulturgefäßes für den Prozess prüfen und reinigen bzw. austauschen.

Der Teil des Pt-100, der in das Medium eintaucht, kann durch Zellen, Zellbruchstücke oder Medienbestandteile bewachsen sein. Sie können den Schaft mit einer Bürste reinigen.

Wenn Sie das Mess- und Regelsystem einen Warnhinweis über Defekte am Pt-100 ausgibt, beachten Sie die Hinweise zur Fehleranalyse und Behebung t

„Dokumentation zum Mess- und Regelsystem“.

Häufig liegt ein Kabelbruch des Anschlusskabels vor. Verständigen Sie den Service.



„7.4.3“ y Prüfen Sie die O-Ringe. Der O-Ring außen am Adapter dichtet den Adapter gegen die Deckelöffnung, der O-Ring innen im Adapter die Sonde gegen den Adapter.

Reinigen Sie die O-Ringe bzw. tauschen sie bei Beschädigung aus.

Der Teil der Sonde, der in das Medium eintaucht, kann durch Zellen, Zellbruchstücke oder Medienbestandteile bewachsen sein. Sie können den Schaft mit einer Bürste reinigen.

Wenn Sie am Mess- und Regelsystem Warnhinweise zu Defekten erhalten, beachten

Sie die Hinweise zur Fehleranalyse und Behebung t

„Dokumentation Mess- und

Regelsystem“.


BB-39120945

BB-39120821


„7.4.3“

O-Ring (Adapter innen) 6,07 +1,78 EPDM (nicht dargestellt) y Prüfen Sie einen für vorangegangen Prozess eingesetzten Zugabestutzen, insbesondere die Innenrohre, und reinigen Sie diese bei Verschmutzung. y Prüfen Sie den O-Ring (3) und tauschen ihn aus, falls er beschädigt ist.


BB-39120830 O-Ring, Adapter Deckelplatte, 15,6 +1,78 EPDM/FDA

Anhang 87

7.1.18 STT-Kupplung |


7.1.19 pH-Elektrode |


Die Schlitzmembran im STT-Kupplungsteil ist mehrfach durchstechbar, sollte aber nur für einen Prozess benutzt werden. Der Membranschlitz kann bei mehrfachem Durchstechen verschmutzen oder beschädigt werden, so dass er nicht mehr steril schließt.

Der O-Ring am Steckerteil bzw. am Blindstopfen des Kupplungsteils unterliegt geringem Verschleiss und muss nur bei sichtbaren Rauhstellen oder Beschädigung erneuert werden.

Ersatz und Verschleißteile

BB-39120945 Informationen zum Ersatz- und Verschleißteile-Set finden Sie unter Kapitel t „7.4.3“

Reinigung

Lassen Sie verunreinigte pH-Sensoren nie für längere Zeit liegen.

Wenn Medienbestandteile am Diaphragma antrocknen, können pH-Sensoren unbrauchbar werden.

1.

Spülen Sie Spitze und Diaphragma der Elektrode nach jedem Einsatz mit aqua dest.

2.

Danach können Sie die Elektrode für kurze Zeit in entmineralisiertem Wasser aufbewahren.

3.

Bei längerer Lagerung bewahren Sie die pH-Elektrode so auf, dass Sensorenspitze und Diaphragma von 3m-KCL-Lösung umgeben sind. Sie können die mitgelieferte

Schutzkappe dazu mit der Lösung füllen und auf die Sensorenspitze stecken.

Zur Beseitigung von Diaphragma-Anlagerungen mit Thio-Harnstoff- oder Pepsin-

Salzsäure-Lösung beachten Sie die Angaben des Herstellers.

Wartung

pH-Sensoren unterliegen Alterung und Verschleiss z.B. durch thermische Einflüsse bei der Sterilisation oder chemische Reaktionen des Mediums mit dem Diaphragma oder

Elektrolyt. Auch Anlagerungen auf dem Diaphragma, z.B. von Proteinen, ändern die

Eigenschaften. Standzeiten hängen von den Prozessbedingungen ab t

„Hersteller angaben“.

Die Funktionskontrolle beschränkt sich auf die Kontrolle des Nullpunktes und der

Steilheit nach der Kalibrierung. Beachten Sie die mit der Elektrode gelieferten Unterlagen.

Verschleisssymptome sind u.a. schlechteres Ansprechverhalten, geringere Steilheit oder Nullpunkt-Drift. Unterscheidet sich der pH-Messwert bei stehendem Kulturmedium vom pH-Messwert bei gerührtem, kann dies Indiz für Diaphragmabewuchs sein.

Ersatz- und Verschleißteile, Verbrauchsmaterialien

BB-39120872 O-Ring 10,77 +2,62 EPDM/FDA

88 Anhang

7.1.20 pO

2

-Sensoren |


7.1.21 Redox-Elektrode |


Standzeiten hängen von den Prozessbedingungen ab, beachten Sie die

t

„Herstellerunterlagen“.

Kontrollieren Sie regelmäßig die Funktion der pO

2

-Elektrode

t

„Funktions kontrolle“.

Sie können die Sensorenmembran nach dem Einsatz mit destilliertem Wasser spülen und die Elektrode für kurze Zeit in entmineralisiertem Wasser aufbewahren. pO

2

-Sensoren unterliegen dem Verschleiss durch thermische Einflüsse (Sterilisation) bzw. chemische Einflüsse (Reaktion von Medienbestandteilen mit der Membran oder dem Elektrolyt). Auch Bewuchs oder Ablagerungen auf der Membran, z.B. anhaftende

Proteine, können die Messeigenschaften verändern.


BB-39123243 O-Ring 10,77 +2,62 EPDM/FDA y Änderungen vorbehalten Anordnung der Teile: t

„Abbildung zur pO

2

-Elektrode“.

Funktionskontrolle der pO

2

-Elektrode

Die Sensorenfunktion kann durch Messen der Ansprechzeit geprüft werden. Vor einer

Überprüfung muss die pO

2

-Elektrode min. 2 h polarisiert worden sein, vgl. Hinweise zur Kalibrierung.

1.

Halten Sie die Elektrode in die Luft. Messen Sie den pO

2

-Wert und warten, bis der

Messwert stabil angezeigt wird. Notieren Sie sich diesen Wert.

2.

Bringen Sie die Elektrode in eine sauerstofffreie Umgebung (z.B. eine mit Stick stoff begaste Kammer). Warten Sie bis der angezeigt pO

2

-Messwert stabil ist. y Nach dem Wechsel von Luft in die sauerstofffreie Atmosphäre muss der angezeigte Messwert nach 5 Minuten kleiner sein als 1,5% des in Luft gemessenen

Wertes.

Bei Fehlfunktionen muss die Elektrode gewartet werden. Dazu den Elektrolyt und | oder die Membran-Cartridge wechseln. Beachten Sie die Herstellerunterlagen t

„pO

2

–Elektrode“.

y Redox-Sensoren unterliegen Alterung und Verschleiss z.B. durch thermische

Einflüsse bei der Sterilisation oder chemische Reaktionen des Mediums mit dem

Diaphragma oder Elektrolyt. Auch Anlagerungen auf dem Diaphragma, z.B. von

Proteinen, ändern die Eigenschaften. y Mögliche Standzeiten hängen vom Prozess ab. Zu den Standzeiten, den Symptomen für Verschleiss und der Beseitigung von Diaphragma-Anlagerungen beachten Sie die t

„Herstellerangaben“.

1.

Überprüfen Sie die O-Ringe und reinigen sie bzw. tauschen sie bei Beschädigung aus.

2.

Lassen Sie schmutzige Redox-Sensoren nie für längere Zeit liegen. Nach Antrocknen sind Medienbestandteile vielleicht nicht mehr zu entfernen und die Elektrode wird unbrauchbar.

3.

Sie können nach jedem Einsatz die Spitze und das Diaphragma der Elektrode mit aqua dest. spülen und sie für kurze Zeit in entmineralisiertem Wasser aufbewahren.

Anhang 89

7.1.22 FUNDALUX ® II |



Art.-Nr.

Komponente

BB-34108165 Redox Einstabmesskette 4805-DPAS-SC-K8S/200,

UniVessel ® 1 L, 2 L

BB-34108122 Redox Einstabmesskette 4805-DPAS-SC-K8S/325 ,

UniVessel ® 5 L / 10 L

BB-33010862 Anschlusskabel für pH/rH–Sensoren

BB-38252290 Armatur lang für Deckelöffnung d 19 mm, UniVessel ® 1 L

BB-38343967 Armatur kurz für Deckelöffnung d 19 mm, UniVessel ® 2 L, 5 L, 10 L

BB-39120830 O-Ring Armatur aussen – Deckelöffnung, 15,6 +1,78, EPD

BB-39250750 Redox (rH)-Pufferlösung, Flasche mit 250 mL

Gefahr von unkontrollierten Austreten von Medium bei Überdruck im Kultur gefäss.

Zum Ausbau muss das Kulturgefäß drucklos und auf Umgebungstemperatur sein.

Bei Sonden

d 25 mm in Seitenstutzen muss das Gefäß unter die Stutzenebene

entleert sein.

FUNDALUX ® Systeme zur Ermittlung der optischen Dichte mittels Trübungsmessung sind optional erhältlich. Weitere Details finden Sie in der t

„Bedienungsanleitung

Fundalux“.

90 Anhang

7.1.23 Abluftkühler |


7.1.24 Sterilfilter für Gaszufuhr und Abluft | Reinigung und

Wartung

7.1.25 Impfstutzen (Septen) d 19 mm | Reinigung und

Wartung y Prüfen Sie die O-Ringe und ersetzen sie bei Verschmutzung oder Beschädigung.

Wenn Sie Kulturmedien verwenden, die zum Aufschäumen neigen oder wenn Sie im

Prozess stärkere Schaumentwicklung beobachtet haben, überprüfen Sie von Zeit zu

Zeit das Innenrohr auf Verschmutzung. Dazu läßt sich das Kopfstück abschrauben.

Reinigen Sie das Innenrohr.


BB-39121763

BB-39120830

O-Ring (2) Kopfstück Abluftkühler B5, 18,77 +1,78, EPDM/FDA

O-Ring (1) Armatur – Deckelöffnung, 15,6 +1,78, EPDM/FDA

1.

Die Filter lassen sich nicht reinigen oder warten. Durch Feuchtigkeit bzw. Kondensat verblockte Filter können Sie mit sauberer, trockener Druckluft vorsichtig trockenblasen. Wenn Schaum oder Medium eindringt, müssen Sie die Filter auswechseln.

2.

Sie können die Membran-Sterilfilter mehrmals autoklavieren und für mehrere

Prozesse einsetzen. Die Anzahl der Verwendungen hängt von den Einsatzbedingungen ab. Mögliche Standzeiten müssen Sie empirisch ermitteln.


Die Filter sind komplett auszutauschen t

„Artikel- | Bestellinformationen“.

Erneuern Sie die Anstechmembran vor jedem neuen Prozess. Überprüfen Sie den

O-Ring am Blindstopfen und ersetzen ihn, falls erforderlich.


BB-39120830 O-Ring für Blindstopfen (4), 15,6 +1,78 EPDM/FDA

Anhang 91

7.1.26 1-Kanal-Anstechgarnitur | Reinigung und Wartung

Prüfen Sie bei bereits eingesetzten Anstechgarnituren insbesondere das Innenrohr und die Anstechnadel (1).

1.

Entfernen Sie anhaftende Rückstände von Medien.

2.

Überprüfen und Sie den O-Ring und ersetzen ihn bei Verschleiss, z.B. wenn er

Druck stellen zeigt oder porös geworden.

3.

Überprüfen Sie von Zeit zu Zeit die Glasseidenfüllung (2) in der Sterilhülse:

– Schrauben Sie die Kappe (3) mit der Schlaucholive ab.

– Ersetzen Sie die Glasseide, wenn sie durchnässt oder verschmutzt ist.

3

2

O-Ring

1

1-Kanal-Anstechgarnitur

7.1.27 Kühlfinger |


7.1.28 Bypass-Probennehmer |


7.1.29 Korrekturmittelflaschen |



BB-39120830 O-Ring, Blindstopfen, 15,6 +1,78 EPDM/FDA

Kontrollieren Sie Kühlwasserschläuche und O-Ringe regelmäßig auf einwandfreie Beschaffenheit. Ersetzen Sie die Schläuche bzw. O-Ringe bei Beschädigung.

Kühlwasser bzw. Kühlmedium muss frei von Ablagerungen und Rückständen aus der

Zuleitung sein. Damit vermeiden Sie auch Ablagerungen im Kühlfinger und dieser bleibt wartungsfrei.

Bei Bewuchs und Ablagerungen von Zellen und Rückständen des Kulturmediums läßt sich die Einbauhülse mit üblichen Laborreinigern sowie mechanisch reinigen.


BB-39224511 Einohrklemme für Silikonschlauch, 4 Stück (8)

BB-39120830 O-Ring, Adapter Deckelplatte, 15,6 +1,78 EPDM/FDA (12)

1.

Die Anstechmembran im Membranhalter ist selbstschließend und mehrfach anstechbar. Sie muss vor jedem neuen Prozess ausgetauscht werden.

2.

Prüfen Sie den O-Ring am 2-Kanal-Schraubstutzen und die Silikonschläuche auf einwandfreie Beschaffenheit und tauschen sie bei Beschädigung aus


BB-39120830 O-Ring, Adapter Deckelplatte, 15,6 +1,78 EPDM

Die Glasflasche bzw. Polypropylenflasche und Edelstahlteile können Sie in laborüblichen Spülmaschinen mit üblichen Laborreinigern reinigen.


BB-38805014 Flachdichtung für Schraubkappe 250 mL – 500 mL Flasche

BB-38805332

BB-39224805

Dichtung für Schraubkappe 10 L, 20 L und 50 L-Flasche

Sterilfilter für Belüftung der 250 mL Flasche

BB-39237745 auf Anfrage

Sterilfilter für Belüftung der 500 mL und 1000 mL Flasche

Sterilfilter für Belüftung der 10 L, 20 L und 50 L Flasche

92 Anhang

7.2 Temperiermedium

Gefahr von Betriebsstörungen der Temperaturregelung oder Leckagen im

Temperierkreislauf.

Verunreinigungen oder Korrossionsrückstände aus der Laborzuleitung sowie

Kalkablagerungen können die Funktion der Ventile, der Thermostatenpumpe und der Schlauchkupplungen beeinträchtigen.

Verwenden Sie sauberes Leitungswasser, ohne Verunreinigungen und Ablagerungen aus der Zuleitung. Falls erforderlich, installieren Sie geeignete Vorfilter.

(Industrielles) Brauchwasser ist normalerweise nicht geeignet.

Bei Betrieb des Bioreaktors in einem geschlossenen Temperierkreislauf des

Labors sollte das Temperiermedium keine Korrossions- oder Frostschutzmittel enthalten.

Falls solche Medienzusätze enthalten sind, müssen Sie sicherstellen, dass diese die Funktion der Armaturen im Temperierkreislauf nicht beeinträchtigen können.

Das Temperiersystem der Bioreaktoren mit Kulturgefäßen „UniVessel ® “ ist für

Wasser als Temperiermedium ausgelegt. Um Kalkablagerungen im Temperierkreislauf und in den Doppelmantelgefäßen zu vermeiden, sollte die Wasserhärte max. 12° dH betragen.

Zum Umrechnen der Angaben, die Sie von Ihrem Wasserwerk erhalten können, beachten Sie die untenstehende Tabelle.

Farbänderungen des Wasser, insbesondere eine grüne Verfärbung im Doppelmantel kann Zeichen für Algenbildung durch Verwendung von unsauberem

Wasser sein.

Umrechnungstabelle für Wasserhärten

1 mmol/l Erdalkali-Ionen

1 mval/l Erdalkali-Ionen

1° dt. Härte [°d]

1 ppm CaCO

3

1° engl. Härte [°e]

1° franz. Härte [°f]

ErdalkaliErdalkaliDeutsche

Ionen Ionen Härtegrade

[mmol/l] [mval/l] [°d]

1,00

0,50

0,18

0,01

0,14

0,10

2,00

1,00

0,357

0,020

0,285

0,200

5,50

2,80

1,00

0,056

0,798

0,560

CaCO

3

[ppm]

100,00

50,00

17,80

1,00

14,30

10,00 engl.

franz.

Härtegrade Härtegrade

[°e]

7,02

3,51

1,25

0,0702

1,00

0,702

[°f]

10,00

5

1,78

0,10

1,43

1,00

Anhang 93

7.3 Montage und Ausrüstung

(Überblick)

7.3.1 Ausstattungsmöglichkeiten

7.3.2 Allgemeine Hinweise zum

Einbau von Gefäßausrüstungen

Die auf den Abbildungen der Kulturgefäße dargestellten Ausrüstungen, die Art,

Anordnung und Anzahl von Deckelöffnungen und ihre Zuordnung zu bestimmten

Einbauteilen sind Beispiele. Bei kundenspezifischen Gefäßen können die Art, Anordnung und Anzahl geändert oder der Einbau anderer Komponenten vorgesehen sein. y Bei Lieferung können Blindstopfen in die Deckelöffnungen der Kultur gefäße montiert sein. Sie müssen diese zunächst ausbauen, soweit Sie die Öffnungen für

Einbauteile benötigen.

y Zum Ein- und Umbau der folgenden Teile muss die Deckelplatte vom

Glasgefäß demontiert sein:

– Rührerelemente (z.B. 6-Blatt-Scheibenrührer, 3-Blatt-Segmentrührer, Sonderrührer)

– Schikanekorb | Schikanen bzw. Leitrohr

– Begasungsrohr mit Ring- oder micro Sparger, Begasungskorb

– Spinfilter mit zugehörigen Probennahmerohr und ggf. Leitrohr

– Probenahme- und Ernterohre

– Adapter für Antischaum- bzw. Levelsonde, Impfstutzen und höhenverstellbares

Ernterohr

– Universaladapter (bei Kopfraumbelüftung und zusätzlichen Gefäßzugängen)

– Blindstopfen für nicht benötigte Deckelöffnungen d 6 mm

Vergewissern Sie sich vor der Montage der Deckelplatte, welche Gefäßausstattungen Sie benötigen. Nach Montage der Deckelplatte lassen sich nur Bauteile umrüsten, die von außen befestigt werden können. Beachten Sie die Beschreibung der Teile.

y Nachfolgend finden Sie einen Überblick über die Möglichkeiten der

Deckelbelegungen. Die Gefäßausrüstungen und ihre Handhabung sind in den Abschnitten 3 – 5 des Handbuches detailliert beschrieben.

y Falls Einbauteile für bestimmte Deckelöffnungen vorgesehen sind, wird dies beschrieben. Die Anordnung in der Deckelplatte ist ansonsten frei wählbar und hängt von den benötigten Ausrüstungen ab, die für die Bedienung im Prozess gut zugänglich sein müssen. y Kundenspezifisch modifizierte Ausrüstungen werden nicht gesondert beschrieben, wenn sie handzuhaben sind wie vergleichbare Standardkomponenten.

Soweit notwendig, werden Beschreibungen für kundenspezifische Ausrüstungen der Kundendokumentation als Anlage beigefügt oder separat ausgeliefert.

y Bei Fragen zur Handhabung und für eine Bestellung von zusätzlichen Gefäßausstattungen, Ersatz- oder Verschleissteilen beziehen Sie sich bitte auf die angegebenen Artikelnummern (oder die Zeichnungskennungen, falls bei kundenspezifischen Ausstattungen angegeben).

94 Anhang

7.3.3 Einbau neuer Glasgefäße

Glasgefäße, O-Ringe und Dichtungen müssen Sie bei Beschädigung erneuern.

Ersatz- und Verschleissteile der Kulturgefäße

Kulturgefäß Typ Ersatzteil

0,5 L, Doppelmantel Reaktionsgefäß UniVessel

Verschleißteilset

®

1 L, Doppelmantel Reaktionsgefäß UniVessel ®

Verschleißteilset

1 L, einwandig

2 L, Doppelmantel

Reaktionsgefäß

Verschleißteilset

Reaktionsgefäß UniVessel ®

Verschleißteilset

2 L, einwandig

5 L, Doppelmantel

5 L, einwandig

10 L, Doppelmantel

10 L, einwandig

Reaktionsgefäß

Verschleißteilset

Reaktionsgefäß UniVessel ®

Verschleißteilset

Reaktionsgefäß

Verschleißteilset

Reaktionsgefäß UniVessel

®

Verschleißteilset

Reaktionsgefäß

Verschleißteilset

Art.-Nr.

BB-39204606

BB-34090415

BB-39204839

BB-34090423

BB-39204820

BB-34090422

BB-39204685

BB-34090425

BB-39204693

BB-34090424

BB-39204766

BB-34090427

BB-39204774

BB-34090426

BB-39204782

BB-34090429

BB-39204790

BB-34090428

Informationen zu Ersatz- und Verschleissteilen kundenspezifischer Kulturgefäße und Ausrüstungen erhalten Sie mit der Gerätedokumentation.

Anhang 95

7.3.4 Montage der Glasgefäße im Stativ

7.3.4.1 Doppelwandige

Kulturgefäße

7.3.4.2 Einwandige Kulturgefäße

7.3.5 Schlauchanschlüsse bei

Doppelmantel-Glasgefäßen

Achten Sie darauf, den Glasflansch und die Seitenstutzen für den Anschluss des

Temperierkreislaufs nicht zu beschädigen.

1.

Drehen Sie das Glasgefäß auf den Kopf und legen den Glasflansch auf eine saubere Unterlage, z.B. eine Gummimatte. Stülpen Sie das Stativ über das Glasgefäß, ohne an den Glasstutzen anzustossen.

2.

Heben Sie den Stativring etwas an, um die Gefäßauflagen in die Bohrungen im

Stativring schrauben zu können. Legen Sie die Gefäßauflagen jeweils mit der

Gummiseite auf den Glasrand, richten sie an den Gewindebohrungen im Stativring aus und schrauben sie fest.

3.

Halten Sie das Glasgefäß und den Stativring fest, heben beide Teile zusammen an und drehen sie vorsichtig um 180°. Stellen Sie das Glasgefäß im Stativ auf den

Arbeitstisch.

4.

Überprüfen Sie den Sitz der Gefäßauflagen. Das Glasgefäß muss gleichmäßig aufliegen.

5.

Nach Ausrüsten der Deckelplatte können Sie diese auf den Glasflansch setzen und festschrauben.

1.

Stellen Sie das Stativ auf den Arbeitsplatz. Überprüfen Sie die Gefäßauflagen.

Sie müssen mit der Gummiseite nach oben zeigen und sorgfältig im Stativring festgeschraubt sein.

2.

Heben Sie das Glasgefäß vorsichtig in das Stativ, ohne am Stativring anzustossen.

Der Glasflansch muss gleichmäßig auf den Auflagen im Stativring aufliegen.

3.

Wenn der Glasflansch ungleichmäßig auf den Auflagen im Stativring liegt, lösen

Sie deren Verschraubungen, um den Sitz des Glasgefäßes zu justieren.

Bruchgefahr.

Bei falscher Anordnung (Schlauchadapter mit Stecktülle am unteren Gefäß stutzen, Adapter mit Schlauchkupplung oben) und Anschluss des Zulaufs am oberen Stutzen kann der Doppelmantel mit Druck beaufschlagt werden und bei unzuläßigem Überdruck platzen.

1.

Prüfen Sie die Schläuche und die Dichtungen in den Adaptern. Erneuern Sie sie bei Beschädigung.

Bei Austausch der Schlauchstücke befestigen Sie diese mit den Schlauchschellen so auf der Schlaucholive und der Stecktülle bzw. der Schlauchkupplung, dass sie nicht abrutschen können.

2.

Montieren Sie die Schlauchadapter für den Anschluss an den Thermostatenkreislauf mit den Schraubkappen GL-18 auf den Glasstutzen am Doppelmantel t

„Zeichnungen der Kulturgefäße“: y Schlauchstück mit Verschlusskupplung auf dem unteren Stutzen im Doppel mantel.

Diese Verschlusskupplung ist selbstschließend. Wenn Sie das Gefäß nach dem

Befüllen des Doppelmantels vom Temperierkreislauf trennen, kann kein Temperiermedium auslaufen. y Schlauchstück mit Stecktülle auf dem oberen Stutzen.

Diese Stecktülle ist offen. Nach Befüllen des Doppelmantels und beim Autoklavieren erlaubt dies den Überlauf von Temperiermedium zum Druckausgleich zwischen Doppelmantel und Umgebung.

3.

Prüfen Sie nach Befüllen des Doppelmantels und im Betrieb, ob Wasser an den

GL-18 Anschlüssen austritt. Die Verschraubung kann sich gelockert haben oder die Dichtung in der Kappe ist defekt. Drehen Sie zunächst die GL-18 Kappe fester an. Erneuern Sie die Dichtung, wenn dies nicht abhilft.

96 Anhang

7.3.6 Einbau von

Gefäßausrüstungen

7.3.7 Einbau und Anschluss sonstiger Ausrüstungen

1.

Prüfen Sie beim Einbau von Gefäßausrüstungen alle O-Ringe und Dichtungen.

Nur einwandfreie Dichtungen sichern eine sterile Abdichtung. Sie können alle

Dichtungen leicht mit Silikonfett einfetten. Damit beugen Sie vor, dass sie an den

Kontaktflächen festkleben und beschädigt werden können.

2.

Bauen Sie alle für die Anwendung erforderlichen Teile im Kulturgefäß bzw. von unten in die Deckelplatte ein. Bestücken Sie die Deckelplatte möglichst von der

Mitte nach aussen.

Hinweise zur Anordnung der Teile finden Sie auf den nachstehenden Abbildungen der jeweiligen Deckelplatte. Ausführliche Hinweise zur Vorgehensweise beim

Einbau finden Sie im zugehörigen Abschnitt.

Alle Teile, die im Prozess von aussen noch zu bedienen sind, müssen gut zugänglich sein.

3.

Ziehen Sie alle Schrauben | -muttern mit einem passenden Schraubenschlüssel fest.

4.

Setzen Sie die Deckelplatte auf den Glasflansch. Die Bohrungen für die Deckelschrauben müssen über den Bohrungen im Stativring liegen. Der O-Ring, der die

Deckelplatte gegen das Glasgefäß abdichtet, darf sich nicht verwerfen.

5.

Stecken Sie die Rändelschrauben durch die Bohrungen der Deckelplatte in die

Gewinde am Stativring. Drehen Sie die Schrauben über Kreuz sorgfältig handfest an, so dass Deckelplatte und O-Ring gleichmäßig fest auf dem Glasgefäß aufliegen.

Bruchgefahr. Wenn Sie Deckelschrauben ungleichmäßig und zu fest anziehen, können Verspannungen auftreten, die den Glasflansch des Kulturgefäßes beschädigen.

Deckelschrauben können sich beim Erhitzen und Abkühlen im Autoklaven durch die Wärmedehnung lockern. Dies kann die sterile Abdichtung zwischen Deckelplatte und Glasgefäß beeinträchtigen.

Prüfen Sie nach dem Autoklavieren immer den festen Sitz der Deckelschrauben.

y Die pH-Elektrode muss vor dem Einbau im Kulturgefäß kalibriert werden.

Die pO

2

-Elektrode kalibrieren Sie nach der Sterilisation im eingebauten Zustand t

„Kalibrierung der pH-Elektrode bzw. pO

2

-Elektrode“ in der Dokumentation zum Mess- und Regelsystem)

1.

Montieren Sie alle Sensoren und Zubehörteile, die nach dem Befestigen der

Deckplatte eingebaut werden. Schliessen Sie die Peripheriegeräte an, die mit dem

Kulturgefäß autoklaviert werden sollen:

– pH- und pO

2

-Elektrode

– Niveau- und Antischaumsonde,

– Zuluft-Sterilfilter

– Abluftkühler mit Abluftfilter,

– Impfstutzen (Septen)

– Kühlfinger (bei einwandigen Kulturgefäßen)

– sonstige Adapter

– Anschlüsse der Korrekturmittelzufuhr

– Probenentnahmeeinrichtungen y Die Einbauteile und Anschlüsse sowie ihre Handhabung sind in Abschnitt 3 detailliert beschrieben.

2.

Um die Niveausonde für das vorgesehene Füllvolumen auf der korrekten Höhe justieren zu können, messen und markieren Sie den Füllstand am Kulturgefäß nach Einbau aller Teile.

Anhang 97

Beispiel für Zuordnung der Einbauteile zu Deckelöffnungen UniVessel ® 0.5 L

N7

N8

N9

N10

N11

N1

N2

N3

N4

N5

N6

Abluftkühler

Zugabestutzen 3 +DN4

Temperaturfühler Pt100 pH-Elektrode

Zugabestutzen 3 +DN4

Antischaum- | Niveausonde pO

2

-Elektrode

Entnahmerohr

Probenahmesonde

Zuluft

Antrieb | Motor

Beispiel für Zuordnung der Einbauteile zu Deckelöffnungen UniVessel ® 1 L

N1

N2

N3

N4

N5

N6

N7

N8

N9

N10

N11

Abluftkühler

Begasungsrohr

Temperaturfühler Pt100 pH-Elektrode

4-fach Stutzen

Antischaum- | Niveausonde pO

2

-Elektrode

Entnahmerohr

Schikanekorb

Reserve

Niveau-Sonde

Beispiel für Zuordnung der Einbauteile zu Deckelöffnungen UniVessel

®

2 L

N9

N10

N11

N12

N13

N14

N5

N6

N7

N8

N1

N2

N3

N4

Abluftkühler

Temperaturfühler

Antischaumsonde pH-Elektrode

4-fach Stutzen

Reserve

Reserve

Niveau-Sonde

Entnahmerohr pH-Elektrode

Zuluft

Schikanekorb

Reserve

Begasungskorb

98 Anhang

Beispiel für Zuordnung der Einbauteile zu Deckelöffnungen UniVessel ® 5 L

N7

N8

N9

N10

N11

N12

N13

N14

N1

N2

N3

N4

N5

N6

Abluftkühler

Temperaturfühler

Antischaumsonde pH-Elektrode

4-fach Stutzen

Reserve

Reserve

Niveau-Sonde

Entnahmerohr pH-Elektrode

Zuluft

Schikanekorb

Reserve

Begasungskorb

Beispiel für Zuordnung der Einbauteile zu Deckelöffnungen UniVessel

®

10 L

N9

N10

N11

N12

N13

N14

N15

N16

N5

N6

N7

N8

N1

N2

N3

N4

Abluftkühler

Begasungskorb pH-Elektrode

Entnahmerohr

Reserve

Zuluft

4-fach-Stutzen pO

2

-Elektrode

Begasungskorb

Reserve

Schikane

Reserve

Temperaturfühler Pt100

Niveau-Sonde

Antischaumsonde

Reserve

Anhang 99

7.4 Vorbereitung der

Kulturgefäße für den Prozess

7.4.1 Füllen des Doppelmantels bei Doppelmantelgefäßen

7.4.2 Befüllen der Kulturgefäße y Dieser Abschnitt soll einen Überblick über die Schritte geben. Ausführliche

Hinweise zur Inbetriebnahme für den Prozess enthält die Dokumentation des

Bioreaktors.

Bruchgefahr.

Bei falscher Anordnung (Schlauchadapter mit Stecktülle am unteren Gefäßstutzen, Adapter mit Schlauchkupplung oben) und Anschluss des Zulaufs am oberen

Stutzen kann der Doppelmantel mit Druck beaufschlagt werden und platzen.

Nicht anwenbar für einwandige Kulturgefäße, z.B. beim BIOSTAT

®

Aplus.

y Für einen optimalen Wärmeübergang muss der Doppelmantel vollständig mit

Temperiermedium befüllt sein. Prüfen Sie den Füllstand vor jeder Sterilisation bzw. vor Start des Prozesses und ergänzen fehlendes Medium.

1.

Schliessen Sie das Kulturgefäß am Temperiersystem (am Grundgerät) an:

– Zulauf zum Kulturgefäß ist der untere Anschluss am Doppelmantel

– Rücklauf ist der obere Anschluss am Doppelmantel

2.

Aktivieren Sie die „Fill Thermostat“ Funktion t

„Bedienhinweise zum „micro-

DCU-System“ oder betätigen die Taste am Temperiermodul t

„BIOSTAT

®

Qplus bzw. BIOSTAT

®

B-DCU“. Den Füllvorgang sehen Sie am Doppelmantel. Nach dem

Befüllen können Sie die Schläuche abziehen, und das Kulturgefäß weiter vorbereiten. y Die Schnellkupplung am unteren Anschluss verschliesst den Zulauf zum Doppelmantel, wenn die Verbindung zum Temperiersystem nicht angeschlossen ist.

Der obere Ausgang (Stecker der Schnellkupplung) ist offen. Sie dürfen den

Schlauch nicht abklemmen.

1.

Füllen Sie das Kulturmedium über einen der Deckelöffnungen ein. Beachten Sie: y Bei der Sterilisation verdampft ein Teil des Kulturmediums. Der Verdampfungsverlust beträgt ca. 100 mL pro 30 Min. Sterilisationszeit.

Genaue Werte lassen sich nur empirisch ermitteln. Sie können zusätzliches

Medium einfüllen oder den Verlust nach dem Autoklavieren durch sterile Zufuhr von Medium ausgleichen.

2.

Falls das Kulturmedium nicht autoklavierbar ist (Hitze kann enthaltende Proteine oder Vitamine denaturieren, Zucker können karamelisieren), füllen Sie etwas

Wasser ein (ca. 200 … 300 mL), mindestens soviel, wie bei der Sterilisation verdampft.

Vermeiden Sie die Leersterilisation der Kulturgefäße, dies bietet keine sichere

Sterilisation.

100 Anhang

7.4.3 Sonstige Massnahmen vor einem Prozess

7.4.3.1 Montage des

Motors auf der Rührwelle

7.4.3.2 Anschliessen der Belüftung | Begasung

7.4.3.3 Anschliessen der Sensoren

7.4.3.4 Anschliessen der Korrekturmittelzufuhren

Die Schritte sind nicht notwendigerweise in der gezeigten Reihenfolge durchzuführen. Die sinnvolle Abfolge hängt von den Gegebenheiten für den Prozess ab.

y Der Motor ist über einen Festkabelanschluss mit dem Grundgerät verbunden und nach der Montage auf dem Kulturgefäß betriebsbereit.

1.

Stecken Sie den Motor auf die Rührwelle am Kulturgefäß. Falls erforderlich, drehen Sie ihn etwas, bis die Kupplungsbuchse auf dem Kupplungsstück der

Rührwelle einrastet.

2.

Fixieren Sie ihn mit der Arrettierschraube in der Ringnut am Rührwellenadapter.

1.

Schliessen Sie die Zuluft (oder Gaszufuhr) am Zuluftfilter an.

2.

Ziehen Sie den Silikonschlauch der Zuluft aus der Klemme am Kulturgefäß bzw.

lösen die Schlauchklemme.

y Bevor Sie Luft oder sauerstoffhaltiges Gas zuführen, müssen Sie den Nullpunkt der pO

2

-Elektrode kalibrieren t

„Betriebshandbuch ,micro-DCU System‘ bzw.

,DCU-Tower‘“).

1.

Entfernen Sie die Schutzkappen bzw. Aluminiumfolie von den Steckern der

Sensoren.

2.

Schliessen Sie die Sensoren mit den Verbindungskabeln an den zugehörigen

Buchsen am Bioreaktor (an der Versorgungseinheit bzw. am Mess- und Regel system) an.

3.

Prüfen Sie nach Einschalten des Grundgerätes, ob Fehlfunktionen erkennbar sind.

Evtl. aufgetretene Fehlermeldungen des Mess- und Regelsystems sehen Sie am

Bedienterminal.

4.

Wählen Sie die für den Prozess erforderlichen Mess- und Regelfunktionen und stellen die entsprechenden Parameter ein. t

„Betriebshandbuch ,micro-DCU

System‘ bzw. ,DCU-Tower‘“. Führen Sie vor Aktivieren der Begasung mit Luft bzw.

sauerstoffhaltigem Gas die Nullpunktkalibrierung der pO

2

-Elektrode durch.

1.

Montieren Sie die Verbindungsschläuche der Korrekturmittelflaschen in die zugehörigen Pumpen.

2.

Fördern Sie Korrekturmittel durch kurzes Aktivieren der Pumpen, bis die Schläuche befüllt sind:

– am Handschalter der Pumpe, soweit Pumpen mit Handschalter verfügbar sind

– im Hauptmenü oder Reglerbedienbild der Kontrolleinheit, wenn die Pumpe keinen Handschalter hat y Wenn Sie die Leervolumina der Schläuche nicht berücksichtigen bzw. ausgleichen, werden die Dosierung bzw. die Fördervolumen der Korrekturmittel nicht korrekt ermittelt.

Anhang 101

7.4.3.5 Anschliessen des Temperiersystems

7.4.3.6 Prozessstart

7.5 Montage und Bedienung von Sondergefäßen

102 Anhang

Doppelmantelgefäße

Überdruck kann den Doppelmantel des Kulturgefäßes zerstören.

Der untere Doppelmantelanschluss dient als Eingang für das Temperiermedium, der obere Anschluss für den Rücklauf vom Doppelmantel zur Kontrolleinheit

(zum Temperiermodul).

Blockieren Sie nicht den Rücklauf. Betreiben Sie den Temperierkreislauf nur bei

Umgebungsdruck.

1.

Überprüfen Sie, ob die laborseitige Kühlwasserzufuhr auf den Druck eingestellt ist, wie im t

„P&I-Diagramm“ des Bioreaktors vorgegeben, bzw. stellen diesen

Druck ein, bevor Sie das Temperiersystem aktivieren:

– laborseitiger Druck bei Bioreaktoren ohne interne Druckregelung im Temperierkreislauf: max. 1,5 bar(ü)

– laborseitiger Druck bei Bioreaktoren mit interner Druckregelung auf 1,5 bar(ü) im Temperierkreislauf: bis max. 2 bar(ü).

2.

Schliessen Sie die Leitungen für Vor- und Rücklauf des Thermostatensystems an.

3.

Verbinden Sie den Kühlwasseranschluss und -rücklauf mit dem Abluftkühler.

Sonstige Hinweise y Die Temperaturübertragung ist nur optimal, wenn der Doppelmantel vollständig befüllt ist. Wenn Medium fehlt, betätigen Sie nach dem Einschalten der Kontrolleinheit (oder des Temperiermoduls) die „Fill Thermostat“ Taste oder aktivieren die entsprechende Füllfunktion im Bedienmenü der Kontrolleinheit. y Die minimal im Kulturgefäß mögliche Temperatur liegt ca. 8°C über der Kühl wassertemperatur. Für Prozesse bei niedrigeren Temperaturen benötigen Sie ein laborseitiges Kühlgerät oder einen externen Kühlkreislauf.

Einwandige Kulturgefäße mit Heizmanschette

Fehlfunktion bzw. Beschädigung der Heizmanschette bei falscher Spannungs versorgung.

Verwenden Sie nur den Anschluss von der Kontrolleinheit (vom Temperiermodul), keinen anderen Netzanschluss im Labor. Nur dies sichert die korrekte Spannungsversorgung der Heizmanschette sowie das korrekte Ein- und Ausschalten der Heizung und Kühlung.

y Schliessen Sie die Heizmanschette und die Kühlwasserzufuhr und –rücklauf des

Kühlfingers an.

1.

Überprüfen Sie am Bedienterminal des Grundgerätes oder Mess- und Regel systems die eingestellten Betriebswerte und stellen diese für den Prozess ein, soweit erforderlich, z.B.:

– Betriebstemperatur

– Drehzahl

– Sollwerte, oberen und unteren pH-Grenzwert der pH-Regelung

– Sollwerte, Grenzwerte und Betriebsart der pO

2

-Regelung

– Ansprechschwellen für Antischaum- und Niveau-Elektrode

– Korrekturmittel- und Substratzufuhren, Medienentnahme

(z.B. bei Niveauregelung)

2.

Beimpfen Sie das Kulturgefäß mit der vorbereiteten Impfkultur.

y Bei einem Bioreaktor mit kundenspezifischem Kulturgefäß kann die Beschreibung zu Montage, Ausrüstung und Bedienung separat geliefert werden und (oder) in den Ordner „Technische Dokumentation„ eingefügt sein, der mit dem Bioreaktor geliefert wird.

7.6 Dekontaminationserklärung Im Garantie- und Servicefall können Sie defekte Geräte und Zubehörteile an die Sartorius Stedim Systems GmbH einsenden. Der Sendung müssen Sie eine Dekontaminationserklärung beifügen, aus der hervorgeht, mit welchen Medien, Mikroorganismen bzw. Zellen das Gerät oder Bauteil in Kontakt gekommen ist und was zu seiner Desinfektion bzw. Dekontamination unternommen wurde. Der Empfänger muss die Dekontaminationserklärung vor Auspacken der Ware einsehen können.

Sie erhalten ein Muster der Dekontaminationserklärung für die Rücksendung von

Geräten an die Sartorius Stedim Systems GmbH nachfolgend als Anhang oder auf

Anfrage, als separates Dokument. Für weitere Dokumente setzen Sie sich mit Ihrer

Vertretung oder der Sartorius Stedim Systems GmbH direkt in Verbindung.

Anhang 103

104 Notizen

Für Ihre Notizen

Dekontaminationserklärung

Erklärung über die Dekontaminierung und Reinigung von Geräten und Komponenten

Um unser Personal zu schützen, müssen wir sicherstellen, dass alle Geräte und Komponenten, mit denen unser

Personal auf Kundenseite in Berührung kommt, weder biologisch, noch chemisch, noch radioaktiv kontaminiert sind.

Wir können daher einen Auftrag nur annehmen, wenn:

• die Geräte und Komponenten adäquat GEREINIGT und DEKONTAMINIERT wurden.

• diese Erklärung durch eine autorisierte Person ausgefüllt, unterzeichnet und an uns zurückgegeben wurde.

Wir bitten Sie um Verständnis für unsere Maßnahmen, unseren Angestellten eine sichere und ungefährliche

Arbeitsumgebung bereitzustellen.

Beschreibung der Geräte und Komponenten

Beschreibung / Artikel-Nr.:

Serien-Nr.:

Rechnungs-/Lieferschein-Nr.:

Lieferdatum:

Kontaminierung / Reinigung

Achtung: Bitte beschreiben Sie präzise die biologische, chemische oder radioaktive Kontaminierung

Achtung: Bitte beschreiben Sie die Reinigungs- und

Dekontaminationsmethode / -prozedur

Das Gerät war kontaminiert mit: Und wurde gereinigt und dekontaminiert durch

Rechtsverbindliche Erklärung

Hiermit versichere(n) ich/wir, dass die Angaben in diesem Formular korrekt und vollständig sind. Die Geräte und

Komponenten wurden entsprechend den gesetzlichen Bestimmungen sachgemäß dekontaminiert und gereinigt. Von den Geräten gehen keinerlei chemische, biologische oder radioaktive Risiken aus, die eine Gefährdung für die

Sicherheit oder die Gesundheit betroffener Personen darstellt.

Firma / Institut:

Adresse / Land:

Tel.:

Name der autorisierten Person:

Position:

Datum / Unterschrift:

Fax:

Bitte verpacken Sie das Gerät sachgemäß und senden Sie es frei Empfänger an Ihren zuständigen lokalen Service oder direkt an die Sartorius Stedim Biotech GmbH.

Sartorius Stedim Systems GmbH

Servicewerkstatt

Robert-Bosch-Str. 5–7

34302 Guxhagen

Deutschland

© 2009 Sartorius Stedim Systems GmbH

Dekontaminationserklärung 105

Sartorius Stedim Biotech GmbH

August-Spindler-Straße 11

37079 Göttingen

Telefon 0551.308.0

Fax 0551.308.3289

www.sartorius-stedim.com

Copyright by Sartorius Stedim

Biotech GmbH, Göttingen,

BR Deutschland. Nachdruck oder

Übersetzung, auch auszugsweise, ist ohne schriftliche Genehmigung der Sartorius Stedim

Biotech GmbH nicht gestattet.

Alle Rechte nach dem Gesetz über das Urheberrecht bleiben der

Sartorius Stedim Biotech GmbH vorbehalten. Die in dieser

Anleitung ent haltenen Angaben und Abbildungen entsprechen dem unten angegebenen Stand.

Änderungen der Technik,

Ausstattung und Form der

Geräte gegenüber den Angaben und Abbildungen in dieser

Anleitung selbst bleiben der

Sartorius Stedim Biotech GmbH vorbehalten.

Stand:

Mai 2012,

Sartorius Stedim Biotech GmbH,

Göttingen

Printed in Germany.

Gedruckt auf chlorfrei gebleichtem Papier

W_UniVessel

Publication No.: SBT6018-d12051

Ver. 05 | 2012

Manual Uni Vessel SBT6018-d

UniVessel ®

Impressum

Inhalt

Einleitung

1. Überblick zum Gefäßprogramm

2. Aufstellung, Ausrüstung und Inbetriebnahme

3. Interne Gefäßausrüstungen

Auslass

Begasungsschlauch

Gaszufuhr

4. Sonden und Sensoren

5. Externes Zubehör zum Einbau und Anschluss

6. Gefäßausrüstung vor Prozessbeginn

7. Anhang

Dekontaminationserklärung

Erklärung über die Dekontaminierung und Reinigung von Geräten und Komponenten

Beschreibung der Geräte und Komponenten

Kontaminierung / Reinigung

Rechtsverbindliche Erklärung

Table of contents