Test APTIMA COMBO 2

Test APTIMA COMBO 2
Test APTIMA COMBO 2
Pour diagnostic in vitro.
Réservé à l’exportation américaine uniquement.
Informations générales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Usage prévu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Résumé et explication du test . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2
Principes de la procédure . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3
Avertissements et précautions . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs . . . . . . . . . 8
Collecte et conservation des échantillons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 9
Interprétation du test – QC/Résultats patients . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
Limites . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42
Valeurs attendues pour les DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 45
Performance clinique du test avec les DTS Systems . . . . . . . . . . . . 47
Performance analytique des DTS Systems . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 71
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System . . .75
Performance analytique du TIGRIS DTS System . . . . . . . . . . . . . . . . 82
Performance analytique du PANTHER System . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Bibliographie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
DTS Systems ............................................................ 11
TIGRIS DTS System ................................................. 24
Réactifs et matériels fournis ......................................... 11
Réactifs et matériels fournis .........................................24
Matériel requis mais disponible séparément ................13
Matériel requis mais disponible séparément ................25
Matériel optionnel .........................................................14
Matériel optionnel .........................................................26
Procédure de test avec les DTS Systems .....................14
Procédure de test pour le TIGRIS DTS System ............26
Remarques concernant la procédure ...........................20
Remarques concernant la procédure ...........................30



PANTHER System ....................................................31
Réactifs et matériels fournis .........................................31
Matériel requis mais disponible séparément ................33
Matériel optionnel .........................................................34
Procédure de test pour le PANTHER System ...............34
Remarques concernant la procédure ...........................37
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Informations générales
Informations générales
Usage prévu
Le test APTIMA COMBO 2 est un test par sonde d’acide nucléique pour l’amplification de
cible qui utilise la capture de cible pour la détection qualitative et la différenciation in vitro du
RNA ribosomique (rRNA) de Chlamydia trachomatis (CT) et/ou de Neisseria gonorrhoeae
(GC) afin de faciliter le diagnostic des infections à Chlamydia et/ou gonococciques de
l’appareil génito-urinaire au moyen du TIGRIS DTS System ou du PANTHER System, ou en
utilisant l’instrumentation semi-automatique des DTS Systems, comme indiqué. Ce test peut
être employé pour analyser les échantillons suivants provenant d’individus symptomatiques :
échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux mâles collectés par un clinicien à l’aide
d’un écouvillon ; échantillons d’urine féminins et masculins. Ce test peut également être
employé pour analyser les échantillons suivants provenant d’individus asymptomatiques :
échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux mâles collectés par un clinicien à l’aide
d’un écouvillon ; échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal1 ;
échantillons d’urine féminins et masculins. Ce test est aussi prévu pour être utilisé avec les
tests d’échantillons gynécologiques de patientes à la fois symptomatiques et
asymptomatiques. Ces échantillons cervicaux collectés dans les flacons de solution
PreservCyt peuvent être testés avant ou après le traitement du frottis. L’analyse des
échantillons après traitement du frottis est limitée aux seuls échantillons traités avec le
système ThinPrep 2000.
Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option de dépistage
chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué. Le kit de collecte d’échantillons écouvillon vaginal n’est pas prévu pour une utilisation à domicile.
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Résumé et explication du test
Les infections à Chlamydia trachomatis (CT) et Neisseria gonorrhoeae (GC) sont deux
infections sexuellement transmissibles parmi les plus fréquentes au monde. En 2010, les
Centres de contrôle des maladies (Centers for Disease Control) des États-Unis ont recensé,
sur le territoire américain, un nombre de nouveaux cas d’infections estimé à 1 307 893
(426,0 cas pour 100 000 personnes) pour la CT et à 309 341 (100,8 cas pour 100 000
personnes) pour la GC (5).
Les Chlamydiae sont des bactéries intracellulaires strictes, non motiles et Gram-négatif.
L’espèce CT se compose de quinze sérotypes (A, B, Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et
L3) susceptibles de provoquer des maladies chez l’homme (34). Les sérotypes D à K
constituent la principale cause d’infections génitales à Chlamydiae chez l’homme et la femme
(26). C. trachomatis peut provoquer des urétrites, épididymites, rectites, cervicites,
salpingites aiguës et des infections génitales hautes (PID) non gonococciques (3, 15, 28,
29). Les infections à C. trachomatis sont souvent asymptomatiques aussi bien chez l’homme
que la femme. Les enfants nés de mères infectées présentent un risque sensiblement plus
élevé de conjonctivites à inclusions et de pneumonies chlamydiales (1, 11, 28).
Traditionnellement, plusieurs méthodes de détection de CT ont été utilisées en laboratoire
clinique, notamment la culture de cellules, la réaction d’immunofluorescence (technique des
anticorps fluorescents), et le test d’immunoenzymologie. Parmi les méthodologies plus
récentes de détection de CT figurent les tests de sonde DNA directs ainsi que les tests DNA
d’amplification de l’acide nucléique (NAAT). Auparavant, la culture de cellules était
considérée comme la « norme de référence » pour la détection de CT. Bien que la culture
soit particulièrement précise, les publications scientifiques ont démontré que les technologies
NAAT de sonde DNA offrent une sensibilité clinique supérieure aux cultures (2, 9, 17, 30).
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Informations générales
En raison de sa sensibilité clinique plus faible et d’une performance variable entre
laboratoires, la culture a été remplacée dans de nombreux laboratoires par les tests de
sonde DNA directs et les NAAT.
N. gonorrhoeae est l’agent responsable des maladies gonococciques. Les N. gonorrhoeae
sont des diplocoques Gram-négatifs non motiles. La majorité des infections gonococciques
prennent la forme d’infections du tractus génital inférieur dénuées de complications et
peuvent être asymptomatiques. Toutefois, si elles ne sont pas traitées chez la femme, ces
infections peuvent remonter vers l’utérus et provoquer des infections génitales hautes (PID).
Ces infections génitales hautes (PID) se manifestent sous forme d’endométrites, de
salpingites, de péritonites pelviennes et d’abcès ovario-tubaires. Un faible pourcentage des
personnes souffrant d’infections gonococciques peut développer des infections
gonococciques disséminées (DGI) (14, 20).
Le diagnostic conventionnel de l’infection à GC nécessite l’isolation de l’organisme dans un
mileu sélectif ou l’observation des diplocoques sur des frottis à coloration de Gram (16). Les
méthodes de culture peuvent offrir une bonne sensibilité clinique, mais elles dépendent
fortement de la qualité de la manipulation des échantillons. De mauvaises conditions de
conservation ou de transport des échantillons peuvent affecter la viabilité des organismes et
donner des résultats faussement négatifs. En outre, des techniques d’échantillonnages
médiocres, du matériel d’échantillonnage toxique et l’inhibition de la croissance par des
composants de sécrétion corporelle peuvent également entraîner des résultats faussement
négatifs (7, 18). Mis à part les cultures, les méthodes couramment utilisées pour la détection
de GC comprennent les tests de sonde DNA directs ainsi que les tests NAAT.
La première génération de NAAT pour CT et GC présentait des problèmes techniques qui en
ont limité la performance. Ces problèmes étaient notamment liés à des difficultés de
traitement des échantillons et à leur inhibition pouvant introduire des résultats faussement
négatifs (6, 10, 13, 19, 25, 31, 32, 33). Le test APTIMA COMBO 2 est un NAAT de
deuxième génération qui utilise les techniques de capture de cible, d’amplification par
transcription (Transcription-Mediated Amplification, TMA), ainsi que le double test cinétique
(Dual Kinetic Assay, DKA) pour simplifier le traitement des échantillons, amplifier le rRNA
cible et détecter l’amplicon, respectivement. Des études comparant la performance et
l’inhibition des échantillons avec divers systèmes d’amplification ont démontré les avantages
des technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA (8, 12). Le test APTIMA
COMBO 2 détecte le CT et/ou GC rRNA dans les échantillons endocervicaux, vaginaux, et
urétraux mâles collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon, les échantillons vaginaux
collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt, et les échantillons d’urine masculins et féminins provenant d’individus
symptomatiques et asymptomatiques.
Principes de la procédure
Le test APTIMA COMBO 2 allie les technologies de capture de cible, de la TMA et du DKA.
Les échantillons sont collectés et transférés dans leurs tubes de transport d’échantillon
respectifs. Les solutions de transport de ces tubes libèrent les cibles rRNA et les empêchent
de se détériorer pendant la période de conservation. Lorsque le test APTIMA COMBO 2 est
réalisé en laboratoire, les molécules de rRNA cibles sont isolées à partir des échantillons par
la méthode de capture de cible à l’aide d’oligomères de capture et de microparticules
magnétiques. Les oligomères de capture contiennent les séquences complémentaires à des
régions précises des molécules cibles de même qu’une chaîne de résidus de
déoxyadénosine. Un oligomère de capture distinct est utilisé pour chaque cible. Lors de
l’étape d’hybridation, les régions spécifiques de la séquence des oligomères de capture se
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Informations générales
fixent sur des régions précises des molécules cibles. Le complexe oligomère/capture de cible
est ensuite capturé hors de la solution en ramenant la température de la réaction à
température ambiante. Cette réduction de température permet à l’hybridation de se produire
entre la région désoxyadénosine de l’oligomre de capture et les molécules polydésoxythimidines liées covalentement aux particules magnétiques. Les microparticules, y
compris les molécules cible capturées auxquelles elles sont liées, sont attirées sur la paroi
de la cuve à réaction par des aimants, et le surnageant est aspiré. Les particules sont lavées
afin d’éliminer la matrice résiduelle de l’échantillon qui peut contenir des inhibiteurs de la
réaction d’amplification. Une fois les étapes de capture de cible terminées, les échantillons
sont prêts à l’amplification.
Les tests d’amplification de cible reposent sur la capacité des amorces d’oligonucléotides
complémentaires de tremper spécifiquement et de permettre l’amplification enzymatique des
brins de l’acide nucléique cible. Le test APTIMA COMBO 2 réplique une région spécifique du
rRNA 23S de CT et une région spécifique du rRNA 16S de GC via des formes
intermédiaires de DNA. On utilise un seul jeu d’amorces pour chaque molécule cible. La
détection des séquences du produit de l’amplification du rRNA (amplicon) s’effectue par
l’hybridation de l’acide nucléique. Des sondes DNA chimiluminescentes monocaténaires, qui
sont complémentaires à une région de l’amplicon cible, sont marquées avec différentes
molécules d’ester d’acridinium. Les sondes DNA marquées se combinent à l’amplicon pour
former des hybrides RNA:DNA stables. Le réactif de sélection différencie la sonde hybridée
de celle qui ne l’est pas, éliminant ainsi la génération de signal par la sonde non hybridée.
Lors de l’étape de détection, la lumière émise par les hybrides RNA:DNA marqués est
mesurée en signaux de photons dans le luminomètre et exprimée en unités relatives de
lumière (RLU). Dans la méthode DKA, le signal est différencié selon les différences qui
existent au niveau des profils cinétiques des sondes marquées CT et GC ; ces profils
cinétiques proviennent de mesures de l’émission de photons pendant la durée de lecture. La
réaction de détection chimiluminescente du signal de CT a une cinétique très rapide et un
profil cinétique de type « signal éclair ». La réaction de détection chimiluminescente du
signal de GC est relativement plus lente et son profil cinétique est de type « signal brillant ».
Les résultats du test sont déterminés par des valeurs limites basées sur les unités RLU
totales et le type de courbe cinétique.
Avertissements et précautions
A. Pour diagnostic in vitro.
B. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination avec le TIGRIS DTS System, consultez le Manuel de l’opérateur du
système TIGRIS DTS (TIGRIS DTS System Operator’s Manual).
C. Pour tout avertissement, précaution ou procédure complémentaire concernant le contrôle
de la contamination pour le PANTHER System, consultez le Manuel de l’opérateur du
système PANTHER (PANTHER System Operator’s Manual).
Recommandations concernant les laboratoires
D. Le test n’a pas été évalué dans des populations de patients présentant une prévalence
faible pour les infections à Chlamydiae, ainsi, la performance du test dans un
environnement où la prévalence est faible n’a pas été établie.
E. N’utilisez que le matériel de laboratoire jetable fourni ou recommandé.
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F. Prenez les précautions de laboratoire habituelles. Ne pas manger, boire ou fumer dans
les zones de travail signalées. Portez des gants jetables sans poudre, des lunettes de
protection et des blouses de laboratoire pour manipuler les échantillons et les réactifs du
kit. Lavez-vous bien les mains après avoir manipulé les échantillons et réactifs du kit.
G. Avertissement : produits irritants et corrosifs : Évitez tout contact d’Auto Detect 1 et
d’Auto Detect 2 avec la peau, les yeux et les muqueuses. En cas de contact de ces
liquides avec la peau ou les yeux, lavez la zone affectée à l’eau. En cas de déversement
de ces liquides, diluez le produit répandu à l’eau avant de l’essuyer.
H. Les plans de travail, pipettes et tout autre matériel doivent être régulièrement
décontaminés avec une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 %
(0,35 M à 0,5 M).
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
I.
Il est fortement recommandé de réserver un espace de travail spécifique au test DKA
pour minimiser la contamination par l’amplicon lors du test. Cet espace de travail devrait
être éloigné du lieu de préparation du réactif, de capture de cible et d’amplification.
J. Pour éviter la contamination des différentes zones du laboratoire par l’amplicon, le sens
de travail du laboratoire devrait être unidirectionnel : de la préparation des réactifs vers le
DKA. Les échantillons, le matériel et les réactifs ne doivent pas être ramenés là où une
étape précédente a été effectuée. De la même manière, le personnel ne devra pas
retourner dans les zones de travail des étapes précédentes sans s’entourer de
précautions adéquates pour éviter toute contamination.
Recommandations concernant les échantillons
K. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement des échantillons endocervicaux et
urétraux mâles sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
des échantillons vaginaux sur écouvillon et des échantillons d’urine masculins et
féminins. La performance de cette méthode n’a pas été évaluée pour tout échantillon
autre que ceux décrits au paragraphe Collecte et conservation des échantillons.
Les laboratoires peuvent valider d’autres dispositifs de collecte d’échantillons (21, 23).
L’utilisation de kits de collecte PACE a été validée pour les DTS Systems mais
uniquement lorsqu’ils sont associés au kit d’adaptateurs APTIMA. L’utilisation du kit de
collecte PACE et du kit d’adaptateurs APTIMA n’est pas actuellement validée pour le
TIGRIS DTS System ou le PANTHER System.
Les échantillons gynécologiques collectés pour être préparés avec le ThinPrep 2000
System devraient être collectés uniquement au moyen de dispositifs de type balai ou
brosse/spatule en plastique endocervicaux.
L. Les dates de péremption figurant sur les kits de collecte concernent le site de collecte, et
non l’établissement effectuant les tests. Les échantillons collectés avant la date de
péremption du kit de collecte, puis transportés et conservés conformément à la notice du
test, sont valides pour être testés même si la date de péremption du tube de collecte est
dépassée.
M. La solution PreservCyt a été validée en tant que milieu alternatif pour l’analyse par le test
APTIMA COMBO 2. Les échantillons de frottis en solution PreservCyt traités avec le
processeur ThinPrep 3000 ou d’autres instruments n’ont pas été évalués pour la
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détection de Chlamydia trachomatis et Neisseria gonorrhoeae au moyen du test APTIMA
COMBO 2.
N. Une fois l’urine versée dans le tube de transport d’urine, le niveau de liquide de ce tube
doit se situer entre les deux lignes indicatrices noires sur l’étiquette du tube. Dans le cas
contraire, l’échantillon doit être rejeté.
O. Observez des conditions de conservation adéquates pendant le transport des
échantillons pour préserver leur intégrité. La stabilité des échantillons dans des
conditions de transport autres que celles recommandées n’a pas été évaluée.
P. Les échantillons peuvent être infectieux. Utilisez les Précautions universelles en
effectuant ce test. Le responsable du laboratoire devra avoir établi des méthodes de
manipulation et d’élimination des déchets adéquates. Seul le personnel ayant reçu une
formation adéquate pour manipuler des substances infectieuses devrait être autorisé à
effectuer cette procédure de diagnostic.
Q. Évitez toute contamination croisée lors des étapes de manipulation des échantillons. Les
échantillons peuvent contenir des taux d’organismes très importants. Veillez à éviter tout
contact entre les différents récipients d’échantillons et à ne pas passer au-dessus d’un
récipient ouvert en jetant le matériel usagé. Changez de gants en cas de contact avec
l’échantillon.
R. Si le laboratoire reçoit un tube de transport d’échantillons sur écouvillon sans écouvillon,
avec deux écouvillons, un écouvillon de nettoyage, ou un écouvillon non fourni par GenProbe, l’échantillon doit être rejeté. Avant de rejeter un tube de transport d’échantillons
sans écouvillon, vérifiez qu’il ne s’agit pas d’un tube de transfert d’échantillons APTIMA
étant donné que ce type de tube ne comporte pas d’écouvillon.
S. Concernant les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, effectuez leur collecte
conformément aux instructions du fabricant. Les aliquots qui ont été retirés ultérieurement
du flacon PreservCyt pour être analysés au moyen du test APTIMA COMBO 2 doivent
être traités en utilisant uniquement le kit de transfert d’échantillons APTIMA.
T. Si le bouchon d’un tube de transport APTIMA venait à être perforé, le liquide pourrait
s’écouler sous certaines conditions. Suivez les instructions de la Procédure de test
appropriée afin d’éviter cette situation.
Recommandations concernant les tests
U. La performance des échantillons collectés à l’aide d’un écouvillon vaginal n’a pas été
évaluée chez les femmes enceintes.
V. La performance des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins sur
écouvillon, des échantillons d’urine masculins et féminins, et des échantillons de frottis en
solution PreservCyt n’a pas évaluée chez des adolescents de moins de 16 ans.
W. Ne pas utiliser ce kit après la date de péremption.
X. Ne pas échanger, mélanger ou combiner les réactifs de kits portant différents
numéros de lots. Il est possible d’utiliser les contrôles et les solutions provenant de kits
APTIMA portant différents numéros de lots.
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Informations générales
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
Y. Des pointes de pipette munies de filtres hydrophobes doivent être utilisées. Au moins
deux pipeteurs à répétition doivent être dédiés à une utilisation pour ce test : un premier
pour les étapes de capture de cible et d’amplification, et un deuxième pour les étapes du
DKA. Deux micro-pipeteurs doivent être dédiés à une utilisation pour ce test : un premier
pour le transfert des échantillons et un deuxième pour la préparation des réactifs. Tous
les pipeteurs doivent être régulièrement nettoyés conformément aux instructions
indiquées sous Procédure de test avec les DTS Systems, Remarques concernant la
procédure.
Z. Si vous utilisez des pipeteurs à répétition pour ajouter des réactifs, ne touchez pas le
tube avec l’embout de la pipette afin d’éviter toute contamination d’un tube à l’autre.
AA.Un mélange adéquat est nécessaire pour obtenir des résultats de test précis. Pour de
plus amples détails, consultez la Procédure de test avec les DTS Systems, Remarques
concernant la procédure.
AB.Réservez des bains-marie distincts aux étapes de capture de cible, d’amplification et du
DKA lors du test.
AC.Les cartes de protection doivent être jetées dans le récipient à déchets immédiatement
après avoir été retirées des tubes réactionnels. Des cartes de protections neuves doivent
toujours être utilisées : elles ne doivent jamais être réutilisées d’une étape à l’autre. Les
cartes de protection doivent être fermement apposées sur le dessus de tous les tubes
réactionnels.
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Informations générales
Conditions de conservation et de manipulation des réactifs
A. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C (réfrigérés) :
Réactif d’amplification APTIMA COMBO 2
Réactif enzymatique APTIMA COMBO 2
Réactif-sonde APTIMA COMBO 2
Réactif de capture de cible B APTIMA COMBO 2
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC APTIMA
Contrôle positif GC / contrôle négatif CT APTIMA
B. Les réactifs suivants restent stables lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 30 °C :
Solution de reconstitution de l’amplification APTIMA COMBO 2
Solution de reconstitution enzymatique APTIMA COMBO 2
Solution de reconstitution de sonde APTIMA COMBO 2
Réactif de sélection APTIMA COMBO 2
C. Les réactifs suivants sont stables lorsqu’ils sont conservés entre 15 °C et 30 °C
(température ambiante) :
Réactif de capture de cible
Solution de lavage APTIMA
Tampon APTIMA pour solution de désactivation
Réactif huileux APTIMA
D. La préparation de réactif de capture de cible (working Target Capture Reagent, wTCR)
est stable pendant 30 jours lorsqu’elle est conservée entre 15 °C et 30 °C. Ne pas
réfrigérer.
E. Une fois reconstitués, le réactif enzymatique, le réactif d’amplification et le réactif-sonde
restent stables pendant 30 jours s’ils sont conservés entre 2 °C et 8 °C.
F. Jetez tout réactif reconstitué et wTCR non utilisé au bout de 30 jours ou après la date de
péremption du lot de référence si celle-ci survient avant.
G. Les contrôles restent stables jusqu’à la date indiquée sur les flacons.
H. Si des réactifs sont conservés en restant intégrés dans le TIGRIS DTS System, leur
stabilité intégrée ne dépassera pas 48 heures.
I.
Si des réactifs sont conservés en restant intégrés dans le PANTHER System, leur
stabilité intégrée ne dépassera pas 72 heures.
J. Le réactif-sonde et le réactif-sonde reconstitué sont photosensibles. Conservez les
réactifs à l’abri de la lumière. La stabilité reconstituée indiquée est basée sur une
exposition de 12 heures du réactif-sonde reconstitué à deux ampoules fluorescentes de
60 W situées à 43 cm de distance et à une température inférieure à 30 °C. L’exposition à
la lumière du réactif-sonde reconstitué doit être limitée en conséquence.
K. Lorsqu’ils parviennent à température ambiante, certains tubes de contrôle peuvent être
troubles ou contenir des précipités. La turbidité ou la précipitation associée à ces
contrôles n’en affecte pas la performance. Les contrôles peuvent être utilisés en étant
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limpides ou troubles/précipités. Si l’on souhaite travailler avec des contrôles limpides, il
est possible d’accélérer la solubilisation en les incubant aux valeurs maximales de la
plage de température ambiante (15 °C à 30 °C).
L. Ne pas congeler les réactifs.
Collecte et conservation des échantillons
Le test APTIMA COMBO 2 est conçu pour détecter la présence de CT et de GC dans les
échantillons endocervicaux et urétraux mâles collectés à l’aide d’un écouvillon, les
échantillons vaginaux collectés à l’aide d’un écouvillon, les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt, et les échantillons d’urine masculins et féminins. La performance avec
des échantillons autres que ceux collectés avec les kits de collecte d’échantillons suivants
n’a pas été évaluée :
• Kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour échantillons
endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon
• Kit de collecte d’urine APTIMA pour échantillons d’urine masculins et féminins
• Kit de collecte d’échantillons - écouvillon vaginal APTIMA
• Kit de transfert d’échantillons APTIMA (à utiliser avec les échantillons gynécologiques
collectés dans la solution PreservCyt)
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
• Kit de prélèvement d’échantillons PACE pour échantillons urétraux mâles ou
conjonctivaux (en conjonction avec le kit d’adaptateur APTIMA)
• Kit de collecte d’échantillons PACE pour échantillons endocervicaux (en conjonction avec
le kit d’adaptateurs APTIMA)
A. Instructions de collecte :
Référez-vous à la notice du test correspondant au kit de collecte d’échantillons utilisé
pour toute instruction.
B. Transport et conservation des échantillons avant le test :
1. Échantillons sur écouvillon :
a. Une fois l’écouvillon collecté, transportez-le et conservez-le dans le tube de
transport d’échantillons sur écouvillon entre 2 °C et 30 °C jusqu’à la réalisation du
test. Les échantillons doivent être analysés avec le test APTIMA COMBO 2 dans les
60 jours qui suivent leur collecte. Si une durée de conservation supérieure est
nécessaire, congelez entre -20 °C et -70 °C pendant 12 mois maximum après la
collecte (voir Études de la stabilité des échantillons).
2. Échantillons d’urine :
a. Les échantillons d’urine qui sont encore dans le récipient de collecte principal
doivent être transportés au laboratoire à une température de 2 °C à 30 °C.
Transférez l’échantillon d’urine dans le tube de transport pour échantillons d’urine
APTIMA dans les 24 heures qui suivent sa collecte. Conservez entre 2°C et 30 °C et
testez dans les 30 jours qui suivent la collecte.
b. Une fois collectés, transportez les échantillons d’urine traités dans le tube de
transport pour échantillons d’urine APTIMA entre 2 °C et 30 °C et conservez le tube
entre 2 °C et 30 °C jusqu’à la réalisation du test. Les échantillons d’urine traités
doivent être analysés avec le test APTIMA COMBO 2 dans les 30 jours qui suivent
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Informations générales
leur collecte. Si une durée de conservation supérieure est nécessaire, congelez
entre -20 °C et -70 °C pendant 12 mois maximum après la collecte (voir Études de
la stabilité des échantillons).
3. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt :
a. Les échantillons de frottis en solution PreservCyt destinés aux tests CT et/ou GC
doivent être traités, en ce qui concerne la cytologie, et/ou transférés dans un tube
de transfert d’échantillon APTIMA dans les 30 jours qui suivent leur collecte
lorsqu’ils sont conservés entre 2 °C et 30 °C (reportez-vous à la section Études de
la stabilité des échantillons).
b. Si la procédure de retrait d’aliquot ThinPrep est utilisée, reportez-vous à l’annexe du
Manuel de l’opérateur du processeur ThinPrep 2000 ou ThinPrep 3000 pour des
instructions relatives au retrait d’aliquots. Transférez 1 ml de l’aliquot retiré dans un
tube de transfert d’échantillon APTIMA conformément aux instructions de la notice
du kit de transfert d’échantillons APTIMA.
c. Si l’échantillon est testé après analyse sur le processeur ThinPrep 2000, traitez
l’échantillon de frottis en solution PreservCyt conformément au Manuel de
l’opérateur du processeur ThinPrep 2000 et à la notice du kit de transfert
d’échantillons APTIMA. Transférez 1 ml du liquide restant dans le flacon de solution
PreservCyt dans un tube de transfert d’échantillon APTIMA conformément aux
instructions de la notice de test du kit de transfert d’échantillons APTIMA.
d. Une fois l’échantillon de frottis en solution PreservCyt transféré dans le tube de
transfert d’échantillon APTIMA, il doit être testé avec le test APTIMA COMBO 2
dans les 30 jours s’il est conservé entre 2 °C et 8 °C ou 14 jours s’il est conservé
entre 15 °C et 30 °C. Si une durée de conservation plus longue est nécessaire,
congelez-le entre -20 °C et -70 °C jusqu’à 12 mois maximum après son transfert
(reportez-vous à la section Études de la stabilité des échantillons).
C. Conservation des échantillons après les tests :
1. Les échantillons qui ont été testés doivent être rangés dans un portoir en position
verticale.
2. Les tubes de transport d’échantillons doivent être recouverts avec une nouvelle barrière
de film plastique ou d’aluminium propre.
3. Si certains des échantillons testés doivent être congelés ou envoyés, retirez les
bouchons pénétrables et placez de nouveaux bouchons non pénétrables sur les tubes
de transport d’échantillons. Si les échantillons doivent être envoyés dans un autre
établissement pour y être testés, les températures recommandées doivent être
maintenues. Avant de déboucher et de reboucher des échantillons qui ont déjà été
testés, les tubes de transport d’échantillons doivent être centrifugés pendant 5 minutes
à 420 FCR (Force centrifuge relative) pour faire descendre la totalité du liquide au fond
du tube. Évitez les projections et les contaminations croisées.
Remarque : Le transport des échantillons doit s’effectuer conformément aux
réglementations nationales et internationales applicables relatives au transport.
Test APTIMA COMBO 2
10
502183FR Rév. C
DTS Systems
DTS Systems
Les réactifs du test APTIMA COMBO 2 destiné à détecter la présence
de CT et de GC sont énumérés ci-dessous pour les DTS Systems. Les
symboles d’identification des réactifs figurent également à côté du nom
du réactif.
Réactifs et matériels fournis
Kit de tests APTIMA COMBO 2, 100 tests (2 boîtes) (référence 301032)
Boîte réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 1 sur 2) 
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception).
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une
solution tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique APTIMA COMBO 2
Transcriptase inverse et polymérase RNA déshydratées dans
une solution tamponnée HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde APTIMA COMBO 2
Sondes DNA chimiluminescentes non infectieuses
déshydratées dans une solution tamponnée de succinate
contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
Réactif de capture de cible B APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,35 mL
PCT/NGC
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC APTIMA
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon
de 400 µL contient le rRNA estimé équivalent à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
3 x 1,7 mL
PGC/NCT
Contrôle positif GC / contrôle négatif CT APTIMA
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon
de 400 µL contient le rRNA estimé équivalent à 50 cellules de
GC (250 fg/test*).
3 x 1,7 mL
TCR-B
*Les équivalents rRNA ont été calculés d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de chaque organisme.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
La boîte réfrigérée comprend également les articles suivants (plateau de stockage) :
(à conserver entre 2 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification APTIMA COMBO 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 9,3 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique APTIMA COMBO 2
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du
glycérol.
1 x 3,3 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde APTIMA COMBO 2
Solution tamponnée de succinate contenant < 5% de détergent.
1 x 12,4 mL
S
Réactif de sélection APTIMA COMBO 2
600 mM de solution tamponnée de borate contenant un surfactant.
1 x 31 mL
3
Collets de reconstitution
1 paquet
Cartes de protection
Boîte non réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 2 sur 2) 
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
Réactif de capture de cible APTIMA COMBO 2
Solution saline tamponnée contenant une phase solide et des
oligomères de capture.
1 x 22 mL
W
Solution de lavage APTIMA
10 mM de solution tamponnée HEPES contenant < 2 % de
détergent.
1 x 402 mL
DF
Tampon APTIMA pour solution de désactivation
800 mM de solution tamponnée de bicarbonate.
1 x 402 mL
O
Réactif huileux APTIMA
Huile de silicone.
1 x 24,6 mL
TCR
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : Le matériel disponible auprès de Gen-Probe est indiqué par des références catalogue, sauf
indication contraire.
Référence
LEADER HC+ luminomètre
104747-01
Système de capture de cible GEN-PROBE (Target Capture
System, TCS)
104555
Incubateurs et vortexeurs :
2 vortexeurs multi-tubes
3 bain-maries circulateurs
(62 °C ± 1 °C, 42 °C ± 1 °C, 62 °C ± 1 °C)
3 séparateurs pour bain-marie
102160
104586
104627
OU
2 bains à chaleur sèche/vortexeurs SB100 
(SB100 Dry Heat Bath/Vortexer)
105524
Des bains SB100 supplémentaires peuvent être nécessaires si le volume de
tests augmente
APTIMA Auto Detect Kit
301048
2 pipeteurs à eppendorf Repeater Plus
105725
2 pipeteurs, 1000 µL RAININ PR1000
901715
Pipeteur eppendorf, 20 µL à 200 µL
105726
Embouts pour pipeteur à répétition, 2,5 mL
21-381-329
Embouts pour pipeteur à répétition, 5,0 mL
21-381-330
Embouts pour pipeteur à répétition, 25,0 mL
21-381-115
Embouts, style P1000
105049
embout de diamètre spécial disponible uniquement chez Gen-Probe
Embouts de pipette de 20 µL à 200 µL
705512 (Fisher)
Unités de dix tubes (Ten Tube Units, TTU)
TU0022
Cassettes de dix embouts (Ten Tip Cassettes, TTC)
104578
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons 105575
d’urine masculins et féminins
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon vaginal APTIMA
301162
Kit de transfert d’échantillons APTIMA
301154C
Solution étalon SysCheck
301078
Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 7 %
(0,7 M à 1,0 M)
—
Récipients standard pour la collecte d’urine, sans conservateurs
—
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
Référence
Récipient plastique à large couvercle
—
Bouchons pénétrables APTIMA
105668
Bouchons de rechange non pénétrables
103036A
Matériel optionnel
Référence
Kit de collecte d’échantillons PACE pour échantillons urétraux
mâles et conjonctivaux
103275
Kit de collecte d’échantillons PACE pour échantillons 
endocervicaux
103300
Kit d’adaptateurs APTIMA
301087
Activateur de javel GEN-PROBE
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Kit de contrôles APTIMA
301110
Solutions APTIMA
302002C
(solution de lavage APTIMA, tampon APTIMA pour solution de désactivation
et réactif huileux APTIMA)
Panel d’essai STD
102325
Embouts, 1000 µl, conductibles, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
TECAN Freedom EVO 100/4 comprenant
900932
Platine APTIMA COMBO 2 pour DTS 800 Systems Platine
Réservoir à réactif (quart de module de 40 mL)
Réservoir à réactif divisé en deux (quart de module de 19 mL x 2)
105200
104765
104763
Procédure de test avec les DTS Systems
A. Préparation du matériel
1. Préparez un premier bain-marie à 62 °C ± 1 °C (pour la capture de cible et l’hybridation
des amorces), un second bain-marie à 42 °C ± 1 °C (pour l’amplification), et un
troisième à 62 °C ± 1 °C (pour le test DKA). Si vous utilisez le bain à chaleur sèche/
vortexeur SB100, référez-vous à la fiche d’application du bain à chaleur sèche/
vortexeur SB100 (Fiche d’application SB100).
2. Avant d’entreprendre le test, essuyez les plans de travail et les pipeteurs avec une
solution dhypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laissez la
solution d’hypochlorite de sodium au contact des surfaces et des pipeteurs pendant au
moins 1 minute, puis rincer à l’eau. Ne pas laisser sécher la solution d’hypochlorite de
sodium. Couvrez la surface de la paillasse sur laquelle le test sera effectué avec des
protections de laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
3. Placez un nombre suffisant de cassettes à dix embouts dans le système de capture de
cible (Target Capture System, TCS). Vérifiez que la bouteille de solution de lavage du
TCS est remplie avec la solution de lavage APTIMA et que la rampe d’aspiration est
branchée sur la pompe à vide. (Se référer au Manuel de l’opérateur du système de
capture de cible [Target Capture System Operator’s Manual].)
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
B. Reconstitution des réactifs
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant de commencer le
transfert des échantillons.
1. Afin de reconstituer le réactif d’amplification, le réactif enzymatique et le réactif-sonde,
mélangez la solution de reconstitution aux flacons de réactif lyophilisé. Si les solutions
de reconstitution sont réfrigérées, laissez leur température s’équilibrer à température
ambiante avant de les utiliser.
a. Mettez la solution de reconstitution appropriée avec le réactif lyophilisé. Les
étiquettes ont différents codes couleur afin de pouvoir être correctement associées.
b. Ouvrez le flacon de réactif lyophilisé et insérez fermement l’extrémité du collet de
reconstitution présentant une encoche dans l’ouverture du flacon (Figure 1, Étape 1).
c. Ouvrez la bouteille de solution de reconstitution correspondante et posez le
bouchon sur une surface de travail propre et couverte.
d. Tout en tenant la bouteille de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérez fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture de la
bouteille (Figure 1, Étape 2).
e. Retournez délicatement l’assemblage bouteille/flacon. Laissez la solution s’écouler
depuis la bouteille vers le flacon (Figure 1, Étape 3).
f.
Faites tourner délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Évitez de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 1, Étape 4).
g. Attendez que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retournez à nouveau l’assemblage
bouteille/flacon en l’inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse
(Figure 1, Étape 5). Laissez la totalité du liquide retourner dans la bouteille.
h. Retirez le collet de reconstitution de la bouteille (Figure 1, Étape 6).
i.
Rebouchez la bouteille. Inscrivez les initiales de l’opérateur ainsi que la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 1, Étape 7).
j.
Jetez le collet de reconstitution et le flacon (Figure 1, Étape 8).
Figure 1. Procédure de reconstitution pour les DTS Systems
2. Les réactifs-sonde, d’amplification et enzymatiques précédemment reconstitués doivent
parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test. Si le
réactif-sonde contient un précipité qui ne se remet pas en solution à température
ambiante, chauffez-le à 62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cela, le réactif-sonde peut
être utilisé même s’il reste des précipités résiduels. Mélangez par retournement en
veillant à ne pas former de mousse.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
Remarque : Ces retournements devraient être effectués chaque fois qu’un précipité
se forme dans la solution, que ce soit par chauffage à 62 °C ou par réchauffement à
température ambiante.
3. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (Working Target Capture
Reagent, wTCR)
a. Transférez 20 mL de TCR dans un récipient propre et sec de la taille appropriée et
réservé à cet effet.
b. A l’aide d’un micro-pipeteur, ajoutez 200 µL de TCR-B au TCR.
c. Tournez délicatement la solution pour bien la mélanger.
d. Mettez une étiquette sur ce récipient. Notez les initiales de l’opérateur, la date de
préparation et les deux numéros de lot.
Remarque : Pour un petit nombre de réactions (échantillons et contrôles), utilisez la
formule suivante pour calculer les volumes de TCR et TCR-B :
Volume du TCR (mL) = (nombre de réactions + 5 réactions supplémentaires) x 0,1 mL
Volume du TCR-B (mL) = Volume du TCR (mL) / 100
C. Capture de cible
Le pipeteur à répétition utilisé pour la capture de cible et l’amplification doit être réservé à ces
étapes uniquement. Consultez Avertissements et précautions pour de plus amples informations.
Préparation du portoir
1. Laissez les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
3. Confirmez visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères suivants :
a. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA bleu dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA rose dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon vaginal.
c. Un volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. L’absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons APTIMA (specimen
transport tube) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Vérifiez les tubes de transport avant de les perforer :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifugez le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
lorsque les instructions de collecte ont été respectées, centrifugez le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les deux
lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient des précipités, chauffez l’échantillon à 37 °C
jusqu’à 5 minutes. Si le précipité ne se dissolve pas, vérifiez visuellement qu’il
n’interfère pas avec l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a à 4c peut entraîner l’écoulement de
liquide par le bouchon du tube d’échantillon.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
5. Si des échantillons munis de bouchons standard (non pénétrables) sont testés, ils
doivent être centrifugés pendant 5 minutes à 420 FCR (force centrifuge relative) pour
que la totalité du liquide s’écoule au fond du tube avant de les déboucher. Évitez les
projections et les contaminations croisées.
6. Placez un nombre suffisant d’unités de dix tubes (Ten Tube Unit, TTU) pour les
contrôles et échantillons dans le portoir pour TTU.
7. Si vous désirez établir une liste de travail, faites-le à ce moment-là. Pour créer une liste
de travail, référez-vous au Manuel de l’opérateur du logiciel de test APTIMA (APTIMA
Assay Software Operator’s Manual).
8. Mélangez à fond la solution wTCR. A l’aide du pipeteur à répétition, ajoutez 100 µL
dans chaque tube réactionnel.
9. Pour utiliser le logiciel de test APTIMA comme il se doit, le contrôle positif CT / contrôle
négatif, GC doit être placé dans la première position de la première TTU.
a. Tenez le tube de contrôle positif CT / contrôle négatif GC dans une main ou laissezle dans un portoir. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + CT PCT / CONTROL – GC NGC ». A l’aide d’un micro-pipeteur,
perforez le bouchon en veillant à ne pas enfoncer l’embout au fond du tube. Ajoutez
400 µL de contrôle positif CT / contrôle négatif GC dans le premier tube réactionnel.
b. En procédant de la même manière et à l’aide d’un nouvel embout de pipette, ajoutez
400 µL de contrôle positif, GC / contrôle négatif, CT au second tube réactionnel.
L’étiquette de ce second contrôle est bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique
« CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT ».
10. Continuez la préparation du portoir en ajoutant 400 µL à chaque échantillon dans les
tubes réactionnels restants. Utilisez un nouvel embout de pipette pour chaque
échantillon et contrôle. Le volume d’échantillon ou de contrôle pouvant être ajouté à un
tube réactionnel est de 400 µL ± 100 µL. Pour de plus amples détails, consultez
Pipetage des contrôles et échantillons sous Remarques concernant la procédure.
Capture de cible
L’utilisation du système de capture de cible (Target Capture System) GEN-PROBE est
décrite dans le Manuel de l’opérateur du système de capture de cible (Target Capture
System Operator’s Manual). Si vous utilisez le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100
(SB100 Dry Heat Bath/Vortexer), référez-vous à la fiche d’application du SB100.
11. Couvrez les TTU avec des cartes de protection et agitez délicatement le portoir
manuellement. Ne pas vortexer. Faites incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bainmarie pendant 30 ± 5 minutes.
12. Retirez le portoir du bain-marie et séchez le fond des tubes sur un matériau absorbant.
13. Vérifiez que les cartes de protection sont fermement positionnées. Au besoin,
remplacez-les par de nouvelles cartes de protection et fermez hermétiquement les TTU.
14. Vortexez le portoir pendant 60 secondes sur le vortexeur (mélangeur à tourbillon multitubes). Pour plus de détails, consultez Agitation au vortex sous Remarques concernant
la procédure. Commencez l’agitation au vortex du portoir dans les 2 minutes qui suivent
son retrait du bain-marie.
15. Sans retirer les cartes de protection, incubez le portoir à température ambiante pendant
30 ± 5 minutes.
16. Placez le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
17. Amorcez la conduite de la pompe du poste de distribution en pompant la solution de
lavage APTIMA dans la rampe de distribution. Pompez une quantité suffisante de
liquide dans le système afin qu’il ne reste aucune bulle d’air dans les tubulures et que
les dix têtes dispensent un flux régulier de liquide.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
18. Mettez la pompe à vide en marche et débranchez la rampe d’aspiration du premier
connecteur situé entre la rampe d’aspiration et le flacon piège. Vérifiez que la jauge de
dépression soit conforme à la spécification du test pour les fuites.1 L’obtention de ce
chiffre peut prendre 15 secondes. Rebranchez la rampe d’aspiration et vérifiez que la
jauge de dépression soit conforme à la spécification du niveau de dépression.
N’éteignez pas la pompe à vide avant que toutes les étapes de la capture de cible
soient terminées et que la tubulure de la rampe d’aspiration soit sèche.
19. Fixez fermement la rampe d’aspiration au premier jeu d’embouts. Aspirez la totalité du
liquide en abaissant les embouts dans la première unité TTU jusqu’à ce qu’ils touchent
brièvement le fond des tubes. Ne pas maintenir les embouts en contact avec le fond des
tubes.
20. Une fois l’aspiration terminée, éjectez les embouts dans leur TTC d’origine.
Recommencez les étapes d’aspiration pour les unités TTU restantes en utilisant un
embout par échantillon.
21. Placez la rampe de distribution sur chaque TTU et, à l’aide de la pompe du poste de
distribution, versez 1,0 mL de solution de lavage APTIMA dans chacun des tubes de la TTU.
22. Couvrez les tubes avec une carte de protection et retirez le portoir de la base
magnétique TCS. Vortexez le portoir une fois sur le vortexeur (mélangeur à tourbillon
multi-tubes). Pour plus de détails, consultez Agitation au vortex sous Remarques
concernant la procédure.
23. Placez le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 5 à 10 minutes.
24. Aspirez tout le liquide comme dans les Étapes 19 et 20.
25. Après l’aspiration finale, retirez le portoir de la base magnétique du TCS et inspectez
visuellement les tubes pour vérifier que le liquide a été totalement aspiré et que tous les
tubes contiennent des billes de particules magnétiques. S’il reste visiblement du liquide,
remettez le portoir sur la base magnétique du TCS pendant 2 minutes et refaites
l’aspiration pour cette TTU en utilisant les même embouts que ceux utilisés
précédemment avec chaque échantillon.
Remarque : Si une bille de particule magnétique est visible une fois l’aspiration terminée,
le tube peut être accepté. Si aucune bille n’est visible, l’échantillon doit être testé à
nouveau. Si le même échantillon ne contient pas de bille de particule magnétique dans
cette étape et lors d’une série ultérieure, ceci peut indiquer un problème lié à
l’échantillon. Il est alors recommandé d’effectuer une nouvelle collecte de l’échantillon.
D. Amplification
Si vous utilisez le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/
Vortexer), référez-vous à la fiche d’application du SB100.
1. A l’aide du pipeteur à répétition, ajoutez 75 µL de réactif d’amplification reconstitué dans
chaque tube réactionnel. Tous les mélanges réactionnels du portoir doivent maintenant
être rouges.
2. A l’aide du pipeteur à répétition, ajoutez 200 µL de réactif huileux dans chaque tube
réactionnel.
3. Couvrez les tubes avec une carte de protection et vortexez-les sur le vortexeur
(mélangeur à tourbillon multi-tubes).
4. Faites incuber le portoir à 62 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 10 ± 5 minutes.
5. Transférez le portoir dans un bain-marie à 42 °C ± 1 °C et incuber pendant 5 ± 2 minutes.
1 Consultez la Fiche des spécifications de dépression du système de capture de cible située au verso du
Manuel de l’opérateur du système de capture de cible (Target Capture System Operator’s Manual) ou
contactez le Service technique.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
6. Une fois le portoir dans le bain-marie, retirez soigneusement la carte de protection et, à
l’aide du pipeteur à répétition, ajoutez 25 µL du réactif enzymatique reconstitué dans
chaque tube réactionnel. Tous les mélanges réactionnels doivent maintenant avoir une
teinte orange.
7. Couvrez immédiatement les tubes avec une nouvelle carte de protection, retirez le
portoir du bain-marie et mélangez les tubes réactionnels en agitant délicatement le
portoir manuellement.
8. Faites incuber le portoir à 42 °C ± 1 °C dans un bain-marie pendant 60 ± 15 minutes.
E. Double test cinétique (Dual Kinetic Assay, DKA)
Si vous utilisez le bain à chaleur sèche/vortexeur SB100 (SB100 Dry Heat Bath/
Vortexer), référez-vous à la fiche d’application du SB100.
Le pipeteur à répétition utilisé pour l’hybridation et la sélection doit être réservé à ces
étapes uniquement. Voir Avertissements et précautions.
1. Hybridation
a. Retirez le portoir du bain-marie et transférez-le dans la zone de test DKA. À l’aide du
pipeteur à répétition, ajoutez 100 µL du réactif-sonde reconstitué dans chaque tube
réactionnel. Tous les mélanges réactionnels doivent maintenant avoir une teinte jaune.
b. Couvrez les tubes avec une carte de protection et vortexez-les sur le vortexeur
(mélangeur à tourbillon multi-tubes).
c. Faites incuber le portoir dans un bain-marie à 62 °C ± 1 °C pendant 20 ± 5 minutes.
d. Retirez le portoir du bain-marie et laissez incuber à température ambiante pendant
5 ± 1 minutes.
2. Sélection
a. A l’aide du pipeteur à répétition, ajoutez 250 µL de réactif de sélection dans chaque tube
réactionnel. Tous les mélanges réactionnels doivent maintenant avoir une teinte rouge.
b. Couvrez les tubes avec une carte de protection, vortexez le portoir pendant 10
secondes ou jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme, puis incubez-le dans un bainmarie à 62 °C ± 1 °C pendant 10 ± 1 minutes.
c. Retirez le portoir du bain-marie.
3. Détection
La détection doit être effectuée entre 18 °C et 28 °C.
a. Incubez le portoir entre 18 °C et 28 °C pendant 15 ± 3 minutes.
Remarque : Cette plage de température est indispensable pour la performance du test.
b. Pour utiliser le LEADER HC+ Luminometer et le logiciel de test APTIMA, référezvous au Manuel de l’opérateur du luminomètre LEADER HC+ (LEADER HC+
Luminometer Operator’s Manual) ainsi qu’au Manuel de l’opérateur du logiciel de
test APTIMA (APTIMA Assay Software Operator’s Manual).
c. Vérifiez que les volumes d’Auto Detect 1 et 2 sont suffisants pour effectuer les tests.
d. Préparez le LEADER HC+ Luminometer en plaçant une unité TTU vide dans la
position de cassette numéro 1 et effectuez le protocole de Wash (Lavage).
e. Chargez les unités TTU dans le luminomètre.
f.
Connectez-vous à l’ordinateur. Cliquez sur New Run (nouvelle série), choisissez le
protocole de test APTIMA COMBO 2 puis entrez le nombre de tubes (contrôles et
échantillons). Cliquez sur Next (suivant) pour commencer la série.
Test APTIMA COMBO 2
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DTS Systems
Remarque : La série doit être complétée dans les 2 heures qui suivent la fin de
l’incubation de l’étape de sélection.
g. Préparez une solution de désactivation en mélangeant un volume équivalent
d’hypochlorite de sodium dosé de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) et de tampon APTIMA
pour solution de désactivation dans un récipient en plastique équipé d’un grand
couvercle. Mettez une étiquette et inscrivez la date de péremption sur le récipient en
plastique. La solution de désactivation reste stable pendant 4 semaines à
température ambiante. Jetez la solution de désactivation une fois les 4 semaines
écoulées ou après avoir désactivé 100 échantillons traités (si cela survient avant).
h. Après avoir retiré les unités TTU utilisées du luminomètre, placez-les dans le
récipient de solution de désactivation. Laissez les unités TTU dans le récipient
pendant 15 minutes avant de les jeter. Le responsable du laboratoire devra avoir
établi des méthodes de manipulation et d’élimination des déchets adéquates.
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
Pour utiliser le logiciel de test APTIMA comme il se doit, le contrôle positif CT / contrôle
négatif GC doit être placé dans la première position de la première TTU. L’étiquette de
ce contrle est rose. Le texte de l’étiquette indique « CONTROL + CT PCT / CONTROL –
GC NGC ». Le contrôle positif GC / contrôle négatif CT doit être placé dans la seconde
position de la première TTU. Le contrôle porte une étiquette bleu-vert. Le texte de
l’étiquette indique « CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT ». Si ces contrôles
sont placés dans la mauvaise position, la série échouera. Tout contrôle supplémentaire
doit être entré en tant qu’échantillon de patient et l’opérateur veillera à ce qu’il soit
acceptable.
B. Pipetage des contrôles et échantillons
Le volume de contrôle ou d’échantillon ajouté au tube réactionnel doit être de 400 µL ±
100 µL. Il est recommandé d’inspecter visuellement le volume pipeté dans le tube
réactionnel pour veiller à ce que le volume transféré soit adéquat. Le volume de contrôle
ou d’échantillon doit être adéquat pour obtenir des résultats précis. Si le volume pipeté
est incorrect, pipetez à nouveau la solution wTCR ainsi que le contrôle ou l’échantillon
dans un nouveau tube réactionnel.
C. Réactifs
La solution de reconstitution de sonde peut se précipiter pendant la conservation. Si tel
est le cas, chauffez la solution de reconstitution de sonde à 62 °C pendant 1 à 2
minutes. Après cette étape, la solution de reconstitution de sonde peut être utilisée,
même s’il reste des précipités de résidus. Une fois la remise en suspension obtenue,
mélangez le flacon délicatement par retournement en veillant à ne pas former de
mousse.
D. Température
1. Les étapes de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection dépendent
de la température. Il est donc impératif que les bains-marie soient maintenus dans des
plages de température précises.
2. La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
3. Les étapes de détection du test doivent être effectuées entre 18 °C et 28 °C.
Test APTIMA COMBO 2
20
502183FR Rév. C
DTS Systems
E. Durée
Les réactions de capture de cible, d’amplification, d’hybridation et de sélection sont
toutes fonction du temps écoulé. Respectez les durées indiquées dans la Procédure de
test avec les DTS Systems.
F. Agitation au vortex
La qualité de l’agitation au vortex est importante pour assurer la bonne performance du test
APTIMA COMBO 2. Si l’agitation au vortex est effectuée de manière adéquate, la suspension
tourne de manière circulaire à une vitesse capable de faire monter la solution dans la moitié
supérieure du tube. Cette manipulation (agitation au vortex) est maintenue pendant une
durée précise. Pour vortexer des réactions, réglez la vitesse du vortexeur (mélangeur à
tourbillon multi-tubes) sur le réglage le plus bas, fixez solidement le portoir en place et
mettez en marche. Augmentez lentement la vitesse jusqu’à ce que le liquide atteigne la
moitié supérieure du tube. Vortexez pendant 10 secondes, la durée recommandée, ou
jusqu’à l’obtention d’une teinte uniforme. Ensuite, tournez la vitesse sur le réglage le plus
bas avant d’éteindre le vortexeur (mélangeur à tourbillon multi-tubes) et de retirer le portoir.
Les mélanges réactionnels ne doivent jamais toucher les cartes de protection.
G. Bains-marie
1. Le niveau d’eau des bains-marie doit avoir une profondeur de 3,8 cm à 5 cm (1,5 po à
2,0 po) depuis le plateau de support métallique (fond du bain-marie) à la surface de
l’eau. Cette précaution permettra d’assurer un transfert de chaleur adéquat.
2. Pour éviter toute contamination croisée, les bains-marie doivent être réservés à une
étape précise du test.
H. Décontamination
1. Surfaces et pipeteurs
Les surfaces des paillasses et les pipeteurs du laboratoire doivent être décontaminés
régulièrement avec une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 %
(0,35 M à 0,5 M). Laissez la solution d’hypochlorite de sodium au contact des
surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincez à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Les solutions à base de chlore peuvent piquer le
métal et le matériel. Rincez soigneusement le matériel passé à l’eau de javel pour
éviter toute piqûre de corrosion.
2. Rampe d’aspiration TCS
a. Placez une nouvelle TTC dans le portoir TTC. Mettez la pompe à vide en marche.
Fixez la rampe d’aspiration aux embouts de la TTC. Aspirez entièrement la solution
de lavage restant dans la cuve d’amorçage du poste de distribution de solution de
lavage. (Placez la rampe de distribution de façon à ce qu’elle ne gêne pas.)
b. Versez au moins 100 mL de solution d’hypochorite de sodium dosée de 0,5 % à
0,7 % (0,07 M à 0,1 M), ou, si vous le préférez, dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à
0,5 M) dans la cuve d’amorçage. Aspirez la totalité de la solution au moyen de la
rampe d’aspiration.
c. Versez au moins 100 mL d’eau désionisée dans la cuve d’amorçage. Aspirez la
totalité de l’eau au moyen de la rampe d’aspiration.
d. Ejectez les embouts dans leur TTC d’origine.
e. Laissez fonctionner la pompe d’aspiration jusqu’à ce que la tubulure de la rampe
soit sèche pour éviter tout refoulement.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
f.
Décontaminez les surfaces de la rampe d’aspiration comme expliqué sous Unité TCS.
3. Récipient à déchets TCS
Retirez le flacon à déchets du système de capture de cible (Target Capture System) une
fois par semaine ou lorsqu’il est rempli à 25 %.
a. Éteignez la pompe à vide et laissez sa pression s’équilibrer.
b. Débranchez les raccords à déconnexion rapide entre le flacon à déchets et le flacon
de trop-plein, ainsi que le flacon à déchets et la rampe d’aspiration.
c. Retirez le flacon à déchets du boîtier de piège à vide.
d. Retirez le bouchon et ajoutez avec précaution 400 mL de solution d’hypochlorite de
sodium dosée de 5 % à 7 % (0,7 M à 1,0 M) dans le flacon (ou 1 L si vous utilisez un
flacon à déchets de 10 L).
Remarque : Cette manipulation peut être effectuée sous une hotte pour éviter de
libérer des émanations dans le laboratoire.
e. Rebouchez le flacon à déchets et tournez délicatement le contenu jusqu’à
l’obtention d’un mélange homogène.
f.
Laissez le flacon à déchets reposer pendant 15 minutes, puis jetez le contenu
(déchets).
g. Rincez le flacon à déchets à l’eau pour éliminer tout résidu éventuel.
h. Rebouchez le flacon vide et mettez-le dans le boîtier du piège à vide. Fixez le
raccord à déconnexion rapide sur l’unité TCS. Jetez avec précaution les deux gants.
4. Unité TCS
Essuyez les surfaces de l’unité TCS, la rampe d’aspiration et la surface des embouts
d’éjection du tampon de lavage avec des serviettes en papier humidifiées à l’aide d’une
solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Faites suivre
l’étape de javellisation par un rinçage à l’eau, puis séchez complètement les surfaces
avec des serviettes en papier.
5. Portoirs
Faites submerger les portoirs dans une solution d’hypochlorite de sodium dosée de 2,5 %
à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M) en veillant à ce qu’ils soient recouverts par la solution
d’hypochlorite de sodium. Maintenez les portoirs immergés pendant 10 minutes. Toute
exposition plus longue endommagerait les portoirs. Rincez soigneusement les portoirs à
l’eau et placez-les sur un tampon absorbant propre avant de les laisser sécher
parfaitement à l’air libre. Pour prolonger la durée de vie des portoirs, faites-les sécher
debout, et non inversés.
I.
Contamination des tests
1. L’introduction de substances contaminantes peut survenir si le protocole de test n’est
pas rigoureusement respecté.
2. Les TTU doivent être décontaminées dans une solution de désactivation comme
indiqué dans le paragraphe Détection. Ne pas réutiliser les unités TTU.
3. Effectuez une décontamination régulière du matériel et des surfaces de travail comme
expliqué ci-dessus dans le paragraphe Décontamination sous Remarques concernant
la procédure.
4. Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut
entraîner la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants
sans poudre.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
DTS Systems
J. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour les DTS Systems
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon :
1. Marquez les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirez l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifiez l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonnez la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérez immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Cassez délicatement la tige de l’écouvillon sur la ligne de score en évitant toute
projection du contenu.
5. Rebouchez hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Répétez les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
7. Analysez l’écouvillon à l’aide du test APTIMA COMBO 2 selon la Procédure de test
avec les DTS Systems.
Si les résultats sont positifs ou équivoques pour CT ou GC (consultez Interprétation du
test – QC/Résultats patients), il est possible que la surface soit contaminée. Elle doit alors
être décontaminée à la javel selon les recommandations indiquées au paragraphe
Préparation du matériel sous Procédure de test avec les DTS Systems.
Remarque : Si l’on soupçonne le bain-marie d’être contaminé, il est possible de le tester
en suivant la procédure de test des échantillons d’urine et en ajoutant 2,0 mL d’eau dans
un tube de transport d’échantillons d’urine.
K. Dépannage
1. Des valeurs de contrôle positif faibles peuvent être dues à des températures incorrectes
lors des différentes étapes du test, ou à un temps de sélection ayant dépassé la durée
recommandée lors de l’étape de sélection.
2. Des bruits de fond élevés peuvent survenir si le temps de sélection de l’étape de
sélection est écourté, la sélection de température est incorrecte, ou en cas de mélange
insuffisant après l’ajout du réactif de sélection.
3. Si le contrôle positif CT / contrôle négatif GC est positif ou équivoque pour GC, ou si le
contrôle positif GC / contrôle négatif CT est positif ou équivoque pour CT, voir
Contamination des tests sous Remarques concernant la procédure pour de plus amples
informations.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
TIGRIS DTS System
TIGRIS DTS System
Les réactifs du test APTIMA COMBO 2 destiné à détecter la présence de
CT et de GC sont énumérés ci-dessous pour le TIGRIS DTS System. Les
symboles d’identification des réactifs figurent également à côté du nom du
réactif.
Réactifs et matériels fournis
Kit de tests APTIMA COMBO 2, 250 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôle) (références 301130
et 301130B)
Boîte réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 1 sur 2)
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
A
Réactif d’amplification APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans une
solution tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
E
Réactif enzymatique APTIMA COMBO 2
Transcriptase inverse et polymérase RNA déshydratées dans
une solution tamponnée HEPES contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
P
Réactif-sonde APTIMA COMBO 2
Sondes DNA chimiluminescentes non infectieuses
déshydratées dans une solution tamponnée de succinate
contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,61 mL
Boîte non réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 2 sur 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
AR
Solution de reconstitution de l’amplification APTIMA COMBO 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 27,7 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique APTIMA COMBO 2
Solution tamponnée HEPES contenant un surfactant et du glycérol.
1 x 11,1 mL
PR
Solution de reconstitution de sonde APTIMA COMBO 2
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 % de détergent.
1 x 35,4 mL
S
Réactif de sélection APTIMA COMBO 2
600 mM de solution tamponnée de borate contenant un surfactant.
1 x 108 mL
TCR
Réactif de capture de cible APTIMA COMBO 2
Solution saline tamponnée contenant une phase solide et des
oligomères de capture.
1 x 54 mL
3
Collets de reconstitution
Fiche de code-barres du lot de référence
Test APTIMA COMBO 2
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1 fiche
502183FR Rév. C
TIGRIS DTS System
Kit de contrôles APTIMA 
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/NGC
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC APTIMA
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon
de 400 µL contient le rRNA estimé équivalent à 1 IFU (unité de
formation des inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PGC/NCT
Contrôle positif GC / contrôle négatif CT APTIMA
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon
de 400 µL contient le rRNA estimé équivalent à 50 cellules de
GC (250 fg/test*).
5 x 1,7 mL
*Les équivalents rRNA ont été calculés d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de
chaque organisme.
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : Le matériel disponible auprès de Gen-Probe est indiqué par des références catalogue, sauf
indication contraire.
Référence
TIGRIS DTS System
105118
Kit de solutions pour test APTIMA (APTIMA Assay Fluids Kit)
302382
(solution de lavage APTIMA, tampon APTIMA pour solution de désactivation
et réactif huileux APTIMA)
APTIMA Auto Detect Kit
301048
Kit de conservateur de liquide système APTIMA
302380
Embouts, 1000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
Kit pour séries TIGRIS DTS System comprenant
301191
Unités multi-tube (multi-tube unit, MTU)
Kit de sacs pour MTU/embouts usagés
Déflecteurs de déchets pour MTU
Couvre-déchets pour MTU
104772-02
900907
900931
105523
Kit de transfert d’échantillons APTIMA
301154C
à utiliser avec des échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon vaginal APTIMA
301162
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons 105575
d’urine masculins et féminins
Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 7 %
(0,7 M à 1,0 M)
Test APTIMA COMBO 2
25
—
502183FR Rév. C
TIGRIS DTS System
Référence
Eau pour le TIGRIS DTS System
—
consultez le Manuel de l’opérateur du TIGRIS DTS System (TIGRIS DTS
System Operator’s Manual) pour les caractéristiques techniques
Gants jetables
—
SysCheck pour étalonnage
301078
Bouchons pénétrables APTIMA
105668
Bouchons de rechange non pénétrables
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde 
et du réactif d’amplification
Solution de reconstitution du réactif enzymatique
Réactifs de sélection et TCR
CL0041 (100 bouchons)
501616 (100 bouchons)
CL0040 (100 bouchons)
Matériel optionnel
Référence
Kit de contrôles APTIMA
301110
Activateur de javel GEN-PROBE
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Procédure de test pour le TIGRIS DTS System
Remarque : Consultez le Manuel de l’opérateur du TIGRIS DTS System (TIGRIS DTS
System Operator’s Manual) pour de plus amples informations sur la procédure avec ce
système.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyez les surfaces de travail où les réactifs et les échantillons doivent être préparés.
Nettoyez les surfaces de travail avec une solution d’hypochlorite de sodium dosée de
2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laissez la solution d’hypochlorite de sodium au contact
des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincez à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Couvrez la surface de la paillasse sur laquelle les
réactifs et les échantillons seront préparés avec des protections de paillasse de
laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/Préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le TIGRIS DTS System.
1. Afin de reconstituer les réactifs d’amplification, enzymatiques et de sonde, combinez les
bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si elles ont été réfrigérées,
laissez les solutions de reconstitution parvenir à température ambiante avant l’emploi.
a. Faites correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifiez que la solution de reconstitution et le réactif lyophilisé ont des étiquettes de
couleur correspondantes avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifiez les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour vous
assurer que les réactifs sont associés correctement.
Test APTIMA COMBO 2
26
502183FR Rév. C
TIGRIS DTS System
c. Ouvrez le flacon de réactif lyophilisé et insérez fermement l’extrémité à encoche du
collet de reconstitution dans l’ouverture du flacon (Figure 2, Étape 1).
d. Ouvrez la bouteille de solution de reconstitution correspondante et posez le
bouchon sur une surface de travail propre et couverte.
e. Tout en tenant la bouteille de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérez fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture de la
bouteille (Figure 2, Étape 2).
f.
Retourner lentement les flacons assemblés. Laisser la solution s’écouler depuis le
flacon en plastique dans le flacon en verre (Figure 2, Étape 3).
g. Faites tournoyer délicatement la solution dans le flacon pour la mélanger. Évitez de
faire de la mousse dans le flacon pendant cette manipulation (Figure 2, Étape 4).
h. Attendez que le réactif lyophilisé se dissolve, puis retournez à nouveau les flacons
assemblés en les inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse
(Figure 2, Étape 5). Laissez la totalité du liquide retourner dans le flacon en plastique.
i.
Retirez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 6).
j.
Rebouchez le flacon en plastique. Notez les initiales de l’opérateur et la date de
reconstitution sur l’étiquette (Figure 2, Étape 7).
k. Jetez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 2, Étape 8).
Avertissement : Évitez de faire de la mousse en reconstituant les réactifs. La mousse
interfère avec le détecteur de niveau du TIGRIS DTS System.
Figure 2. Procédure de reconstitution pour le TIGRIS DTS System et le PANTHER System
2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (Working Target Capture
Reagent, wTCR)
a. Associez les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
b. Vérifiez les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour vous assurer que les réactifs appropriés du kit se correspondent.
c. Ouvrez le flacon de TCR et posez le bouchon sur une surface de travail propre et
couverte.
d. Retirez le bouchon du flacon de TCR-B et versez la totalité du contenu dans le
flacon de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le flacon de
TCR-B.
e. Rebouchez le flacon de TCR et agitez délicatement la solution pour mélanger le
contenu. Évitez de créer de la mousse pendant cette étape.
Test APTIMA COMBO 2
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TIGRIS DTS System
f.
Notez les initiales de l’opérateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jetez le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifiez que le numéro de lot sur le flacon de réactif correspond à celui sur la fiche
de code-barres du lot de référence.
b. Notez les initiales de l’opérateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Mélanger à fond tous les réactifs par retournement en douceur avant de les
charger sur le système. Veillez à éviter la formation de mousse pendant le retournement
des réactifs.
C. Préparation des réactifs (pour les réactifs précédemment reconstitués)
1. Les réactifs-sonde, d’amplification et enzymatiques précédemment reconstitués doivent
parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cela, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il
reste des précipités résiduels. Mélangez le réactif-sonde par retournement en veillant à
ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Mélangez à fond chaque réactif par retournement en douceur avant de le charger sur le
système. Veillez à éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas remplir à nouveau les flacons de réactif. Le TIGRIS DTS System reconnaît et
rejette les flacons qui ont été remplis à nouveau.
D. Manipulation des échantillons
1. Laissez les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
3. Confirmez visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères
suivants :
a. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA bleu dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA rose dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon vaginal.
c. Un volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. L’absence d’un écouvillon dans l’APTIMA tube de transport d’échantillons APTIMA
(specimen transport tube) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
TIGRIS DTS System
4. Inspectez les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifugez le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
lorsque les instructions de collecte ont été respectées, centrifugez le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Ne pas perforer un tube
trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C jusqu’à
5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissolve pas, vérifiez visuellement qu’il
n’interfère pas avec l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a à 4c peut entraîner l’écoulement de liquide
par le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquots distincts provenant de chaque
tube d’échantillon. Les tentatives de pipeter plus de 3 aliquots du tube d’échantillon
peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
E. Préparation du système
Configurez le système et la liste de travail selon les instructions du Manuel de l’opérateur
du système TIGRIS DTS (TIGRIS DTS System Operator’s Manual) et de la section
Remarques concernant la procédure.
Test APTIMA COMBO 2
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TIGRIS DTS System
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
1. Pour travailler correctement avec le logiciel de test APTIMA pour le TIGRIS DTS
System, des contrôles avant et de fin sont nécessaires. Le contrôle positif CT / contrôle
négatif GC doit être placé dans la première position et l’avant dernière position d’une
liste de travail. L’étiquette de ce contrôle est rose. Le texte de l’étiquette indique «
CONTROL + CT PCT / CONTROL – GC NGC ». Le contrôle positif GC / contrôle
négatif CT doit être placé dans la seconde position et la dernière position d’une liste de
travail. Le contrôle porte une étiquette bleu-vert. Le texte de l’étiquette indique «
CONTROL + GC PGC / CONTROL – CT NCT ».
2. Chaque tube de contrôle APTIMA est prévu pour un seul test. Les tentatives de pipeter
plus d’une fois à partir du tube peuvent entraîner des erreurs d’insuffisance de volume.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le TIGRIS DTS System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon :
1. Marquez les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirez l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifiez l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonnez la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérez immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Cassez délicatement la tige de l’écouvillon sur la ligne de score en évitant toute
projection du contenu.
5. Rebouchez hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Répétez les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou non probants pour CT ou GC, reportez-vous à la section
Interprétation du test – QC/Résultats patients. Pour des informations supplémentaires sur
le contrôle de la contamination spécifiques au TIGRIS DTS System, consultez le Manuel
de l’opérateur du TIGRIS DTS System.
Test APTIMA COMBO 2
30
502183FR Rév. C
PANTHER System
PANTHER System
Les réactifs du test APTIMA COMBO 2 destiné à détecter
la présence de CT et de GC sont énumérés ci-dessous
pour le PANTHER System. Les symboles d’identification des réactifs figurent également à
côté du nom du réactif.
Réactifs et matériels fournis
Kit de tests APTIMA COMBO 2
100 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles) (référence 302923)
250 tests (2 boîtes et 1 kit de contrôles) (référence 303094)
Boîte réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 1 sur 2)
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
Kit de 250
tests
Quantité
Kit de 100
tests
A
Réactif d’amplification APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques déshydratés non infectieux dans
une solution tamponnée contenant < 5 % de diluant.
1 flacon
1 flacon
E
Réactif enzymatique APTIMA COMBO 2
Transcriptase inverse et polymérase RNA
déshydratées dans une solution tamponnée HEPES
contenant < 10 % de diluant.
1 flacon
1 flacon
P
Réactif-sonde APTIMA COMBO 2
Sondes DNA chimiluminescentes non infectieuses
déshydratées dans une solution tamponnée de
succinate contenant < 5 % de détergent.
1 flacon
1 flacon
TCR-B
Réactif de capture de cible B APTIMA COMBO 2
Acides nucléiques non infectieux dans une solution
tamponnée contenant < 5 % de détergent.
1 x 0,61 mL
1 x 0,30 mL
Quantité
Kit de 250
tests
Quantité
Kit de 100
tests
Boîte non réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 2 sur 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
Composant
AR
Solution de reconstitution de l’amplification
APTIMA COMBO 2
Solution aqueuse contenant des conservateurs.
1 x 27,7 mL
1 x 11,9 mL
ER
Solution de reconstitution enzymatique APTIMA
COMBO 2
Solution tamponnée HEPES contenant un
surfactant et du glycérol.
1 x 11,1 mL
1 x 6,3 mL
Test APTIMA COMBO 2
31
502183FR Rév. C
PANTHER System
Boîte non réfrigérée APTIMA COMBO 2 (Boîte 2 sur 2)
(à conserver entre 15 °C et 30 °C dès la réception)
Symbole
PR
S
TCR
Quantité
Kit de 250
tests
Quantité
Kit de 100
tests
Solution de reconstitution de sonde APTIMA
COMBO 2
Solution tamponnée de succinate contenant < 5 %
de détergent.
1 x 35,4 mL
1 x 15,2 mL
Réactif de sélection APTIMA COMBO 2
600 mM de solution tamponnée de borate
contenant un surfactant.
1 x 108 mL
1 x 43,0 mL
Réactif de capture de cible APTIMA COMBO 2
Solution saline tamponnée contenant une phase
solide et des oligomères de capture.
1 x 54 mL
1 x 26,0 mL
3
3
1 fiche
1 fiche
Composant
Collets de reconstitution
Fiche de code-barres du lot de référence
Kit de contrôles APTIMA
(à conserver entre 2 °C et 8 °C dès la réception)
Symbole
Composant
Quantité
PCT/NGC
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC APTIMA
Acide nucléique CT non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL
contient le rRNA estimé équivalent à 1 IFU (unité de formation des
inclusions) de CT (5 fg/test*).
5 x 1,7 mL
PGC/NCT
Contrôle positif GC / contrôle négatif CT APTIMA
Acide nucléique GC non infectieux dans une solution tamponnée
contenant < 5 % de détergent. Chaque échantillon de 400 µL
contient le rRNA estimé équivalent à 50 cellules de GC (250 fg/
test*).
5 x 1,7 mL
*Les équivalents rRNA ont été calculés d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de
chaque organisme.
Test APTIMA COMBO 2
32
502183FR Rév. C
PANTHER System
Matériel requis mais disponible séparément
Remarque : Le matériel disponible auprès de Gen-Probe est indiqué par des références catalogue, sauf
indication contraire.
Référence
PANTHER System
303095
Kit de solutions pour test APTIMA (APTIMA Assay Fluids Kit)
303014 (1000 tests)
(solution de lavage APTIMA, tampon APTIMA pour solution de désactivation
et réactif huileux APTIMA)
APTIMA Auto Detect Kit
303013 (1000 tests)
Unités multi-tube (multi-tube unit, MTU)
104772-02
Kit de sacs à déchets PANTHER
902731
Couvre-déchets PANTHER
902714
Ou Kit pour séries PANTHER
303096 (5000 tests)
Contient les MTU, les sacs à déchets, les solutions et auto detect
Embouts, 1000 µL, conducteurs, détecteurs de liquide
10612513 (Tecan)
Kit de transfert d’échantillons APTIMA
301154C
à utiliser avec des échantillons dans la solution PreservCyt
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon vaginal APTIMA
301162
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon
301041
Kit de collecte d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons
d’urine masculins et féminins
301040
Tubes de transport d’échantillons d’urine APTIMA pour échantillons 105575
d’urine masculins et féminins
Javel, solution d’hypochlorite de sodium dosée de 5 % à 7 %
(0,7 M à 1,0 M)
—
Gants jetables
—
Solution étalon SysCheck
301078
Bouchons pénétrables APTIMA
105668
Bouchons de rechange non pénétrables
103036A
Bouchons de rechange pour les kits de 250 tests
—
Solutions de reconstitution du réactif-sonde et 
du réactif d’amplification
Solution de reconstitution du réactif enzymatique
TCR et réactif de sélection
CL0041 (100 bouchons)
501616 (100 bouchons)
CL0040 (100 bouchons)
Bouchons de rechange pour les kits de 100 tests
Solutions de reconstitution des réactifs 
d’amplification, enzymatiques et de sonde
TCR et réactif de sélection
Test APTIMA COMBO 2
—
CL0041 (100 bouchons)
501604 (100 bouchons)
33
502183FR Rév. C
PANTHER System
Matériel optionnel
Référence
Kit de contrôles APTIMA
301110
Activateur de javel GEN-PROBE
302101
pour le nettoyage courant des surfaces et des appareils
Procédure de test pour le PANTHER System
Remarque : Consultez le Manuel de l’opérateur du système PANTHER (PANTHER
System Operator’s Manual) pour de plus amples informations sur la procédure du
PANTHER System.
A. Préparation de la zone de travail
1. Nettoyez les surfaces de travail où les réactifs et les échantillons doivent être préparés.
Nettoyez les surfaces de travail avec une solution d’hypochlorite de sodium dosée de
2,5 % à 3,5 % (0,35 M à 0,5 M). Laissez la solution d’hypochlorite de sodium au contact
des surfaces pendant au moins 1 minute, puis rincez à l’eau. Ne pas laisser sécher la
solution d’hypochlorite de sodium. Couvrez la surface de la paillasse sur laquelle les
réactifs et les échantillons seront préparés avec des protections de paillasse de
laboratoire absorbantes propres avec envers plastifié.
B. Reconstitution des réactifs/Préparation d’un nouveau kit
Remarque : La reconstitution des réactifs doit être effectuée avant d’entreprendre toute
tâche sur le PANTHER System.
1. Afin de reconstituer les réactifs d’amplification, enzymatiques et de sonde, mélanger le
contenu des bouteilles de réactif lyophilisé à la solution de reconstitution. Si elles ont
été réfrigérées, laissez les solutions de reconstitution parvenir à température ambiante
avant l’emploi.
a. Faites correspondre chaque solution de reconstitution avec son réactif lyophilisé.
Vérifiez que la solution de reconstitution et le réactif ont des étiquettes de couleur
identiques avant de mettre en place le collet de reconstitution.
b. Vérifiez les numéros de lot sur la fiche de code-barres du lot de référence pour vous
assurer que les réactifs sont associés correctement.
c. Ouvrez le réactif lyophilisé et insérez fermement l’extrémité à encoche du collet de
reconstitution dans l’ouverture du flacon (Figure 3, Étape 1).
d. Ouvrez le flacon de solution de reconstitution correspondante et posez le bouchon
sur une surface de travail propre et couverte.
e. Tout en tenant le flacon de solution de reconstitution au-dessus de la paillasse,
insérez fermement l’autre extrémité du collet de reconstitution dans l’ouverture du
flacon (Figure 3, Étape 2).
f.
Retourner lentement les flacons assemblés. Laissez la solution s’écouler depuis la
bouteille en plastique vers le flacon en verre (Figure 3, Étape 3).
g. Faites tournoyer en douceur la solution dans le flacon pour la mélanger. Évitez de
faire de la mousse en faisant tournoyer le flacon (Figure 3, Étape 4).
h. Attendez que le réactif lyophilisé soit dissout, puis retournez à nouveau les flacons
assemblés en les inclinant à un angle de 45° pour minimiser la formation de mousse
(Figure 3, Étape 5). Laissez la totalité du liquide retourner dans le flacon en plastique.
Test APTIMA COMBO 2
34
502183FR Rév. C
PANTHER System
i.
Retirez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 6).
j.
Rebouchez le flacon en plastique. Inscrivez les initiales de l’opérateur ainsi que la
date de reconstitution sur l’étiquette (Figure 3, Étape 7).
k. Jetez le collet de reconstitution et le flacon en verre (Figure 3, Étape 8).
Avertissement : Évitez de faire de la mousse en reconstituant les réactifs. La mousse
interfère avec le détecteur de niveau du PANTHER System.
Figure 3. Procédure de reconstitution pour le TIGRIS DTS System et le PANTHER System
2. Préparation de la solution de réactif de capture de cible (Working Target Capture
Reagent, wTCR)
a. Associez les bouteilles de TCR et de TCR-B appropriées.
b. Vérifiez les numéros de lot des réactifs sur la fiche de code-barres du lot de
référence pour vous assurer que les réactifs appropriés du kit se correspondent.
c. Ouvrez le flacon de TCR et posez le bouchon sur une surface de travail propre et
couverte.
d. Retirez le bouchon du flacon de TCR-B et versez la totalité du contenu dans le
flacon de TCR. Il est normal qu’une petite quantité de liquide reste dans le flacon de
TCR-B.
e. Rebouchez le flacon de TCR et agitez délicatement la solution pour mélanger le
contenu. Évitez de créer de la mousse pendant cette étape.
f.
Notez les initiales de l’opérateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
g. Jetez le flacon de TCR-B et son bouchon.
3. Préparation du réactif de sélection
a. Vérifiez que le numéro de lot sur le flacon de réactif correspond à celui sur la fiche
de code-barres du lot de référence.
b. Notez les initiales de l’opérateur ainsi que la date du jour sur l’étiquette.
Remarque : Mélangez à fond les réactifs en les retournant doucement avant de les
charger dans le système. Évitez la formation de mousse pendant le retournement des
réactifs.
Test APTIMA COMBO 2
35
502183FR Rév. C
PANTHER System
C. Préparation des réactifs (pour les réactifs précédemment reconstitués)
1. Les réactifs-sonde, d’amplification et enzymatiques précédemment reconstitués doivent
parvenir à température ambiante (entre 15 °C et 30 °C) avant le début du test.
2. Si le réactif-sonde reconstitué contient un précipité qui ne se remet pas en solution à
température ambiante, chauffer le flacon bouché à une température n’excédant pas
62 °C pendant 1 à 2 minutes. Après cela, le réactif-sonde peut être utilisé même s’il
reste des précipités résiduels. Mélangez le réactif-sonde par retournement en veillant à
ne pas former de mousse avant de le charger sur le système.
3. Mélangez à fond chaque réactif par retournement en douceur avant de le charger sur le
système. Veillez à éviter la formation de mousse pendant le retournement des réactifs.
4. Ne pas remplir à nouveau les flacons de réactif. Le PANTHER System reconnaît et
rejette les flacons qui ont été remplis à nouveau.
D. Manipulation des échantillons
1. Laissez les contrôles ainsi que les échantillons parvenir à température ambiante avant
toute procédure.
2. Ne pas vortexer les échantillons.
3. Confirmez visuellement que chaque tube à échantillon répond à un des critères
suivants :
a. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA bleu dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon unisexe.
b. La présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA rose dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon vaginal.
c. Un volume final d’urine situé entre les lignes de remplissage noires d’un tube de
transport d’échantillons d’urine.
d. L’absence d’un écouvillon dans l’APTIMA tube de transport d’échantillons APTIMA
(specimen transport tube) pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt.
4. Inspectez les tubes d’échantillon avant de les charger dans le portoir :
a. Si un tube de transport contient des bulles dans l’espace situé entre le liquide et le
bouchon, centrifugez le tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour éliminer les bulles.
b. Si le tube de transport présente un volume inférieur à celui généralement obtenu
lorsque les instructions de collecte ont été respectées, centrifugez le tube pendant
5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans le bouchon.
c. Si le niveau de liquide dans un tube de transport d’urine ne se situe pas entre les
deux lignes indicatrices noires, l’échantillon doit être rejeté. Si un tube de transport
d’urine présente un volume inférieur à celui généralement observé, centrifuger le
tube pendant 5 minutes à 420 FCR pour s’assurer qu’il ne reste pas de liquide dans
le bouchon. Ne pas perforer un tube trop rempli.
d. Si un échantillon d’urine contient un précipité, chauffer l’échantillon à 37 °C jusqu’à
5 minutes maximum. Si le précipité ne se dissolve pas, vérifiez visuellement qu’il
n’interfère pas avec l’obtention de l’échantillon.
Remarque : Le non-respect des étapes 4a à 4c peut entraîner l’écoulement de liquide
par le bouchon du tube d’échantillon.
Remarque : Il est possible de tester jusqu’à 3 aliquots distincts provenant de chaque
tube d’échantillon. Les tentatives de pipetage de plus de 3 aliquots d’un tube
d’échantillon peuvent entraîner des erreurs de traitement.
Test APTIMA COMBO 2
36
502183FR Rév. C
PANTHER System
E. Préparation du système
1. Configurez le système selon les instructions du Manuel de l’opérateur du système
PANTHER (PANTHER System Operator’s Manual) et les Remarques concernant la
procédure. Veillez à ce que des portoirs à réactifs et des adaptateurs TCR de taille
appropriée soient utilisés.
2. Chargez les échantillons.
Remarques concernant la procédure
A. Contrôles
1. Une paire de contrôles doit être utilisée pour permettre au logiciel de test APTIMA pour
le PANTHER System de fonctionner correctement. Sur le PANTHER System, les tubes
du contrôle positif CT / contrôle négatif GC et du contrôle positif GC / contrôle négatif
CT peuvent être placés à n’importe quelle position sur le portoir ou dans n’importe
quelle colonne du compartiment à échantillons. Le pipetage des échantillons des
patients débutera lorsqu’une des deux conditions suivantes aura été remplie :
a. Une paire de contrôles est en cours de traitement par le système.
b. Des résultats validés ont été enregistrés sur le système pour les contrôles.
2. Dès que le pipetage des tubes des contrôles a été réalisé et que ces derniers sont en
cours de traitement pour un kit de réactifs défini, l’analyse d’échantillons patient peut se
poursuivre pendant 24 heures avec ce même kit sauf si :
a. Les résultats des contrôles sont invalides.
b. Le kit de réactifs associé aux contrôles est enlevé du système.
c. La durée de stabilité du kit de réactifs associé aux contrôles a été dépassée.
3. Chaque tube de contrôle APTIMA est prévu pour un seul test. Les tentatives de
pipetage répétées (plus d’une fois) à partir d’un même tube peuvent entraîner des
erreurs de traitement.
B. Température
La température ambiante est définie comme se situant entre 15 °C et 30 °C.
C. Poudre sur les gants
Comme avec tout système de réactif, l’excès de poudre sur certains gants peut entraîner
la contamination des tubes ouverts. Il est recommandé d’utiliser des gants sans poudre.
D. Protocole de contrôle de la contamination en laboratoire pour le PANTHER System
Il existe plusieurs facteurs précis pouvant contribuer à la contamination, notamment le
volume de tests, la direction du sens du travail, la prévalence de maladies et diverses
activités de laboratoire. Ces facteurs doivent être pris en compte lors de l’établissement
de la fréquence du contrôle des contaminations. Les intervalles de contrôle de la
contamination doivent être définis en fonction des pratiques et procédures propres à
chaque laboratoire.
Pour surveiller la contamination du laboratoire, il est possible d’effectuer la procédure
suivante au moyen du kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour
échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon :
Test APTIMA COMBO 2
37
502183FR Rév. C
PANTHER System
1. Marquez les tubes de transport des écouvillons avec les numéros correspondants aux
zones à tester.
2. Retirez l’écouvillon de collecte d’échantillon (écouvillon à tige bleue avec imprimé vert)
de son emballage, humidifiez l’écouvillon dans le milieu du tube de transport de
l’écouvillon et écouvillonnez la zone désignée d’un geste circulaire.
3. Insérez immédiatement l’écouvillon dans le tube de transport.
4. Cassez délicatement la tige de l’écouvillon sur la ligne de score en évitant toute
projection du contenu.
5. Rebouchez hermétiquement le tube de transport de l’écouvillon.
6. Répétez les étapes 2 à 5 pour toutes les zones à écouvillonner.
Si les résultats sont positifs ou non probants pour CT ou GC, reportez-vous à la section
Interprétation du test – QC/Résultats patients. Pour des informations supplémentaires sur
le contrôle de la contamination spécifiques au PANTHER System, contactez le Service
technique de Gen-Probe.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
Interprétation du test – QC/Résultats patients
Interprétation du test – QC/Résultats patients
A. Interprétation des tests
Les résultats des tests sont automatiquement interprétés par le logiciel de test APTIMA
au moyen du protocole APTIMA COMBO 2, et présentés sous forme de résultats de test
CT et GC individuels. Un résultat de test peut être négatif, équivoque, positif ou invalide
comme le déterminent le type de cinétique et le nombre total de RLU dans l’étape de
détection (voir ci-dessous). Un résultat de test peut être invalide si l’un des paramètres
se situe en dehors des seuils normalement prévus. Si les premiers résultats du test sont
équivoques ou non valides, le test doit être refait.
Total de RLU (x1000) pour obtenir le résultat de CT
Type cinétique
CT uniquement
CT et GC
CT indéterminé
Négatif
Equivoque
Positif
1 à < 25
1 à < 85
1 à < 85
25 à < 100
85 à < 250
85 à < 4500
100 à < 4500
250 à < 4500
S.O.
Total de RLU (x1000) pour obtenir le résultat de GC
Type cinétique
GC uniquement
GC et CT
GC indéterminé
Négatif
Equivoque
Positif
1 à < 60
1 à < 85
1 à < 85
60 à < 150
85 à < 250
85 à < 4500
150 à < 4500
250 à < 4500
S.O.
B. Résultats du contrôle de qualité et acceptabilité
Les contrôle positif CT / contrôle négatif GC et les contrôle positif GC / contrôle négatif
CT font office de contrôle pour les étapes de capture de cible, d’amplification et de
détection du test. Selon les recommandations ou exigences en vigueur dans votre pays
ou auprès des organismes d’accréditation, des contrôles supplémentaire pour la lyse
cellulaire et la stabilisation du RNA peuvent être requis. Le contrôle positif CT / contrôle
négatif GC sert de contrôle négatif pour tous les résultats de test GC. Le contrôle positif
GC / contrôle négatif CT sert de contrôle négatif pour tous les résultats de test CT. Si on
le souhaite, un double contrôle négatif fourni par l’utilisateur peut être ajouté pour
surveiller le bruit de fond du test. La bonne préparation des échantillons se confirme
visuellement par la présence d’un seul écouvillon de collecte APTIMA dans un tube de
transport d’échantillons sur écouvillon, ou par un volume final d’urine situé entre les
lignes indicatrices noires d’un tube de transport d’échantillons d’urine, ou encore par
l’absence d’un écouvillon dans le tube de transport d’échantillons APTIMA pour les
échantillons de frottis en milieu liquide.
Les contrôles positifs doivent produire les résultats de test suivants :
Contrôle
Total de RLU (x1000)
Résultat de CT
Résultat GC
Contrôle positif CT /
Contrôle négatif GC
≥ 100 et < 3000
Positif
Négatif
Contrôle positif GC /
Contrôle négatif CT
≥ 150 et < 3000
Négatif
Positif
1. Le logiciel de test APTIMA évalue automatiquement les contrôles selon les critères cidessus et indique que la série a PASS (Réussi) ou a FAIL (Échec) si les critères de
contrôle de la série ne sont pas réunis.
2. Si le Run Status (État de la série) indique FAIL (Échec), tous les résultats des tests
d’une même série sont invalides et ne doivent pas être pris en compte.
Test APTIMA COMBO 2
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502183FR Rév. C
Interprétation du test – QC/Résultats patients
3. Chaque laboratoire devra mettre en place des procédures de contrôle appropriées pour
répondre aux exigences des réglementations CLIA (paragraphe 493.1256).
Remarque : Voir Dépannage ou appeler le Service technique de Gen-Probe pour toute
assistance avec des contrôles hors plage sur les DTS Systems.
4. L’un des paramètres du TIGRIS DTS System permet à chaque site de préciser une
fréquence de « série encadrée de contrôles » où des jeux de contrôle supplémentaires
peuvent être placés des intervalles définis dans la liste de travail. Si ce paramètre est
précisé, le TIGRIS DTS System exigera de placer un jeu de contrôles après le nombre
défini d’échantillons de la srie encadrée de contrôles. Le TIGRIS DTS System évalue
automatiquement chacun des contrôles de la liste de travail en fonction des critères cidessus et invalide tous les échantillons dans la ou les séries encadrées de contrôles
affectés si les critères de contrôle ne sont pas réunis. Consultez le Manuel de
l’opérateur du système TIGRIS DTS (TIGRIS DTS System Operator’s Manual) pour de
plus amples détails.
5. Les contrôles négatifs peuvent se révéler inefficaces pour surveiller la contamination
aléatoire de transfert. Voir Performance analytique du TIGRIS DTS System pour
consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de transfert avec une
valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de la contamination
de transfert sur le TIGRIS DTS System. Voir Performance analytique du PANTHER
System pour consulter les résultats d’une étude analytique sur la contamination de
transfert avec une valeur cible élevée qui a été effectuée pour démontrer le contrôle de
la contamination de transfert sur le PANTHER System.
C. Contrôle de la préparation des échantillons (facultative)
Le contrôle positif CT / contrôle négatif GC et le contrôle positif GC / contrôle négatif CT
fournis dans le kit servent de contrôles aux étapes de capture de cible, d’amplification, et
dtection du test et doivent être inclus dans chaque série de test. Si on le souhaite, des
contrôles de la lyse cellulaire et de la stabilisation de RNA dans un milieu de transport
adéquat (solution PreservCyt, STM) peuvent être testés conformément aux
recommandations ou exigences des organismes d’accréditation concernés, ou encore
selon les procédures de laboratoire individuelles. Les échantillons positifs connus
peuvent servir de contrôle s’ils sont préparés et testés avec des échantillons inconnus.
Les échantillons utilisés comme contrôles de la préparation doivent être conservés,
manipulés et testés conformément à la notice de test. Les contrôles de la préparation
des échantillons doivent être interprétés de la même manière que celle recommandée
pour les échantillons de patients. Voir les Résultats des tests de patients sous
Interprétation du test – QC/Résultats patients.
D. Résultats des tests de patients
1. Si les contrôles utilisés lors d’une série ne donnent pas les résultats attendus, les
résultats des tests des échantillons des patients faisant partie de la même série ne
doivent pas être validés.
Test APTIMA COMBO 2
40
502183FR Rév. C
Interprétation du test – QC/Résultats patients
2. Résultats des échantillons sur écouvillon, des échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt et d’urine (voir les remarques ci-dessous).
a. Résultats initiaux
CT Pos.
Positif pour rRNA CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour rRNA CT.
CT Equiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
GC Pos.
Positif pour rRNA GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour rRNA GC.
GC Equiv.
L’échantillon devra être testé à nouveau.
Non valide
L’échantillon devra être testé à nouveau.
b. Résultats après ré-analyse
CT Pos.
Positif pour rRNA CT.
CT Nég.
Présumé négatif pour rRNA CT.
CT Equiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être
collecté.
GC Pos.
Positif pour rRNA GC.
GC Nég.
Présumé négatif pour rRNA GC.
GC Equiv.
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être
collecté.
Non valide
Indéterminé, un nouvel échantillon devra être
collecté.
Remarques :
• Il est conseillé de considérer attentivement les données de performance pour interpréter
les résultats du test APTIMA COMBO 2 pour les individus asymptomatiques ou tout
individu provenant d’une population à faible prévalence d’infection.
• Le premier résultat valide pour chaque analyte est celui qui doit être validé.
• Un résultat négatif n’exclut pas la présence d’une infection à CT ou GC étant donné que la
qualité des résultats dépend de la collecte des échantillons, de l’absence d’inhibiteurs, et
de l’obtention d’une quantité de rRNA suffisante pour être détectée. Les résultats des
tests peuvent être affectés par une collecte impropre des échantillons, une mauvaise
conservation des échantillons, une erreur technique ou une confusion entre échantillons.
• Comme c’est le cas avec toutes les méthodes sans culture, un échantillon positif obtenu
sur un patient après un traitement thérapeutique ne peut pas être interprété comme
indiquant la présence de CT ou GC viables.
• Comme c’est le cas avec toutes les méthodes de test urinaire, un test d’urine négatif chez
une patiente cliniquement soupçonnée d’infection à Chlamydia ou gonococcique n’exclut
pas la présence de CT ou GC dans le tractus urogénital. Dans ces situations, il est
recommandé de tester un échantillon endocervical. De la même façon, un test d’urine
négatif pour GC chez un sujet féminin a une valeur prédictive négative inférieure à celle
du résultat d’un écouvillon endocervical.
• Le test d’un échantillon endocervical est recommandé pour les patientes cliniquement
soupçonnées d’infection à Chlamydia ou gonococcique. Si un frottis et un écouvillon
endocervical sont collectés, l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt doit être
collecté avant l’échantillon endocervical sur écouvillon.
Test APTIMA COMBO 2
41
502183FR Rév. C
Limites
Limites
A. L’utilisation de ce test est limitée au personnel ayant été formé à la procédure. Le nonrespect des instructions figurant dans cette notice peut donner lieu à des résultats erronés.
B. Les échantillons sur écouvillon ont été évalués avec le test APTIMA COMBO 2 sur les
DTS Systems pour la recherche d’éventuelles interférences avec le sang, les lubrifiants
gynécologiques et les spermicides. Les échantillons d’urine ont été évalués pour la
recherche d’éventuelles interférences avec le sang, des vitamines couramment utilisées,
des minéraux, et des analgésiques en vente libre. L’éventuelle interférence avec le sang
a été aussi évaluée sur le TIGRIS DTS System et le PANTHER System. Les données
n’ont souligné aucune interférence de ces substances sur le test.
C. Les effets de l’utilisation de tampons hygiéniques, de toilettes vaginales, et l’impact des
variables de la collecte des échantillons n’ont pas été évalués pour la détection de CT ou GC.
D. La présence de mucus dans les échantillons endocervicaux n’interfère pas avec la
détection de CT ou de GC par le test APTIMA COMBO 2. Toutefois, afin d’assurer la
collecte des cellules infectées par CT, les cellules épithéliales cylindriques tapissant la
région endocervicale doivent être échantillonnées. Si l’excès de mucus n’est pas retiré,
l’échantillonnage de ces cellules n’est pas assuré.
E. Cette méthode a été testée en utilisant uniquement les échantillons suivants :
•
•
•
•
Échantillons endocervicaux, vaginaux, et urétraux mâles collectés par un clinicien à
l’aide d’un écouvillon
Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt collectés par un clinicien
Échantillons vaginaux collectés par les patientes à l’aide d’un écouvillon
Échantillons d’urine féminins et masculins collectés par les patients
La performance avec des échantillons autres que ceux collectés avec les kits de collecte
d’échantillons suivants n’a pas été évaluée :
•
•
•
•
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon unisexe APTIMA pour échantillons
endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon
Kit de collecte d’urine APTIMA pour échantillons d’urine masculins et féminins
Kit de collecte d’échantillons - écouvillon vaginal APTIMA
Kit de transfert d’échantillons APTIMA (à utiliser avec les échantillons gynécologiques
collectés dans la solution PreservCyt)
Recommandations spécifiques aux DTS Systems
•
•
Kit de prélèvement d’échantillons PACE pour échantillons urétraux mâles ou
conjonctivaux (en conjonction avec le kit d’adaptateur APTIMA)
Kit de collecte d’échantillons PACE pour échantillons endocervicaux (en conjonction
avec le kit d’adaptateurs APTIMA)
F. L’échantillonnage des échantillons d’urine, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu
liquide PreservCyt n’est pas destiné à remplacer les examens cervicaux et les
échantillons endocervicaux dans le diagnostic des infections urogénitales chez la femme.
Les patientes peuvent souffrir de cervicites, urétrites, infections urinaires ou infections
vaginales dues à d’autres causes ou à des infections parallèles par d’autres agents.
G. Le test APTIMA COMBO 2 n’est pas prévu pour l’évaluation d’abus sexuels présumés ou
à d’autres fins médico-légales. Pour les patients chez qui des résultats faussement
Test APTIMA COMBO 2
42
502183FR Rév. C
Limites
positifs peuvent avoir un impact psychosocial défavorable, le CDC recommande
d’effectuer un nouveau test (4).
H. La fiabilité des résultats dépend de la qualité de la collecte des échantillons. Étant donné
que le système de transport utilisé pour ce test ne permet pas l’évaluation microscopique
de la qualité des échantillons, il est nécessaire que les cliniciens soient formés aux
techniques de collecte d’échantillons appropriées. Consultez la notice du kit de collecte
d’échantillons GEN-PROBE correspondante.
I.
L’échec ou la réussite d’une thérapie ne peut être déterminé par le test APTIMA
COMBO 2 étant donné que les acides nucléiques peuvent persister après une thérapie
antimicrobienne appropriée.
J. Les résultats du test APTIMA COMBO 2 doivent être interprétés en conjonction avec les
autres données de laboratoire et cliniques dont dispose le clinicien.
K. Un résultat négatif n’exclut pas une éventuelle infection étant donné que les résultats
dépendent la qualité de la collecte de l’échantillon. Les résultats des tests peuvent être
affectés par une collecte impropre des échantillons, une mauvaise conservation des
échantillons, une erreur technique, une confusion entre échantillons, ou des niveaux de
cible inférieurs au seuil de détection du test.
L. Le test APTIMA COMBO 2 fournit des résultats qualitatifs. Il n’est donc pas possible
d’établir une corrélation entre la magnitude d’un signal de test positif et le nombre
d’organismes dans un échantillon.
M. Concernant les études cliniques des échantillons vaginaux, endocervicaux et urétraux
masculins sur écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine, les caractéristiques de
performance de la détection de CT et GC sont obtenues chez des populations à forte
prévalence d’infection. Des résultats positifs chez des populations à faible prévalence
doivent être interprétés avec prudence sachant que la probabilité d’obtenir des résultats
faux positifs peut être supérieure à celle d’obtenir des résultats vrais positifs.
N. Concernant les études cliniques des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt,
la performance du test APTIMA COMBO 2 pour la détection de CT et de GC provient
essentiellement de populations à faible prévalence d’infections. Néanmoins, des résultats
positifs dans des populations à faible prévalence doivent être interprétés avec prudence
sachant que le nombre de résultats faussement positifs peut être supérieur à celui des
résultats vraiment positifs.
O. La performance du kit de transfert d’échantillons APTIMA n’a pas été évaluée pour ce qui
est de l’analyse d’un même échantillon de frottis en solution PreservCyt avant et après
l’analyse par le système ThinPrep.
P. Les échantillons de frottis en solution PreservCyt traités par des instruments autres que
le processeur ThinPrep 2000 n’ont pas été évalués par rapport à leur utilisation dans des
tests APTIMA.
Q. Les échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal offrent une option
de dépistage chez les femmes lorsqu’un examen pelvien n’est pas autrement indiqué.
R. L’utilisation d’échantillons collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal est
limitée aux centres de soins de santé où des conseils/un soutien sont offerts pour
expliquer les procédures et précautions d’emploi.
Test APTIMA COMBO 2
43
502183FR Rév. C
Limites
S. Le test APTIMA COMBO 2 n’a pas été validé pour être utilisé avec des échantillons
collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon vaginal à domicile.
T. La performance des échantillons vaginaux sur écouvillon n’a pas été évaluée chez les
femmes enceintes.
U. La performance des échantillons endocervicaux, vaginaux et urétraux masculins sur
écouvillon, des échantillons d’urine masculins et féminins, et des échantillons de frottis en
solution PreservCyt n’a pas évaluée chez des adolescents de moins de 16 ans.
V. La performance du TIGRIS DTS System n’a pas été déterminée à des altitudes
supérieures à 2240 mètres. Des vérifications volumétriques ainsi que des études
spécifiques au test supplémentaires seront effectuées avant, ou dans le cadre du
processus d’installation et d’acceptation pour les laboratoires situés à une altitude
supérieure à 2240 mètres.
W. La performance du PANTHER System n’a pas été déterminée à des altitudes
supérieures à 2000 mètres.
X. Il n’existe aucune preuve de la dégradation des acides nucléiques dans la solution
PreservCyt. Si un échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt présente une faible
quantité de matériel cellulaire de CT et GC, il peut se produire une distribution irrégulière
de ce matériel cellulaire. De même, lorsqu’on le compare à l’échantillonnage direct avec
le milieu de transport d’échantillons APTIMA, le volume additionnel de la solution
PreservCyt donne des dilutions plus importantes du matériel échantillonné. Ces facteurs
peuvent affecter la capacité à détecter des petites quantités d’organismes dans le
matériel collecté. Si les résultats négatifs de l’échantillon ne correspondent pas à
l’impression clinique, il peut être nécessaire d’utiliser un nouvel échantillon.
Y. Les clients doivent valider indépendamment un processus de transfert LIS.
Test APTIMA COMBO 2
44
502183FR Rév. C
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Prévalence
La prévalence d’infections à CT et/ou GC dans les populations de patients dépend des
facteurs de risque tels que l’âge, le sexe, la présence de symptômes, le type de clinique et
la méthode de test. Un résumé de la prévalence des résultats de trois situations de CT et de
GC obtenus par le test APTIMA COMBO 2 est présenté dans les tableaux 1a, 1b et 1c pour
trois études cliniques multicentriques. Les résultats sont présentés par site clinique et de
manière globale.
Prévalence des infections à C. trachomatis et/ou N. gonorrhoeae telle que déterminée par
les résultats du test APTIMA COMBO 2 par site clinique
Tableau 1a : Échantillons endocervicaux et urétraux mâles, et échantillons d’urine
Écouvillons endocervicaux et urétraux mâles sur
écouvillon
% prévalence (nbre positifs/nbre testés)
Site
CT+/GC+
CT+/GC-
Urine
% prévalence (nbre positifs/nbre testés)
CT-/GC+
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
1
10,0
(39/392)
12,8
(50/392)
14,5
(57/392)
8,4
(33/395)
12,9
(51/395)
13,9
2
7,0
(13/186)
12,9
(24/186)
6,5
(12/186)
5,3
(13/245)
13,9
(34/245)
8,6
(55/395)
(21/245)
3
10,4
(48/462)
22,9
(106/462)
14,3
(66/462)
10,3
(48/465)
20,9
(97/465)
12,7
(59/465)
4
3,3
(9/270)
12,2
(33/270)
7,0
(19/270)
3,3
(9/270)
11,5
(31/270)
6,7
(18/270)
5
1,9
(10/533)
8,4
(45/533)
2,3
(12/533)
2,1
(12/567)
9,4
(53/567)
1,8
(10/567)
6
6,3
(43/678)
12,8
(87/678)
16,2
(110/678)
5,9
(40/681)
10,9
(74/681)
13,5
(92/681)
7
4,4
(11/252)
8,7
(22/252)
21,8
(55/252)
4,1
(12/295)
9,2
(27/295)
18,0
(53/295)
Tous
6,2
(173/2773)
13,2
(367/2773)
11,9
(331/2773)
5,7
(167/2918)
12,6
(367/2918)
10,6
(308/2918)
Tableau 1b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente à l’aide d’un écouvillon et échantillons vaginaux
collectés par un clinicien à l’aide d’un écouvillon
Écouvillon vaginal collecté par la patiente
% prévalence (nbre positifs/nbre testés)
Site
CT+/GC+
CT+/GC-
1
1,8
(4/220)
16,4
(36/220)
2
9,6
(19/198)
18,7
3
0,9
(1/111)
9
4
0,4
(1/266)
9
5
0,5
(1/199)
6
2,8
(8/290)
7
0
(0/102)
11,8
Écouvillon vaginal collecté par un clinicien
% prévalence (nbre positifs/nbre testés)
CT-/GC+
CT+/GC+
CT+/GC-
4,1
(9/220)
3
(7/230)
15,7
(36/230)
(37/198)
6,6
(13/198)
9,5
(19/199)
18,1
(10/111)
2,7
(3/111)
0,9
(1/113)
9,7
(24/266)
1,9
(5/266)
0,4
(1/267)
11,2
7,5
(15/199)
0,5
(1/199)
0,5
(1/199)
10
(29/290)
5,5
(16/290)
2
(6/296)
(12/102)
0
(0/102)
0
(0/102)
9,8
CT-/GC+
3,5
(8/230)
(36/199)
7
(14/199)
(11/113)
1,8
(2/113)
(30/267)
2,2
(6/267)
7
(14/199)
0,5
(1/199)
12,2
(36/296)
5,4
(16/296)
(10/102)
0
(0/102)
8
0
(0/48)
8,3
(4/48)
2,1
(1/48)
0
(0/51)
7,8
(4/51)
2
(1/51)
Tous
2,4
(34/1434)
11,6
(167/1434)
3,3
(48/1434)
2,4
(35/1457)
12,1
(177/1457)
3,3
(48/1457)
Test APTIMA COMBO 2
45
502183FR Rév. C
Valeurs attendues pour les DTS Systems
Tableau 1c : Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Frottis en milieu liquide PreservCyt
% prévalence (nbre positifs/nbre)
Site
1
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
3,0 (3/100)
13,0 (13/100)
2,0 (2/100)
2
0 (0/124)
3,2 (4/124)
0,8 (1/124)
3
0,4 (2/475)
6,1 (29/475)
0,4 (2/475)
4
0,4 (1/287)
4,2 (12/287)
0 (0/287)
5
0 (0/297)
5,1 (15/297)
1,0 (3/297)
6
0 (0/364)
5,5 (20/364)
0,6 (2/364)
TOUS
0,4 (6/1647)
5,6 (93/1647)
0,6 (10/1647)
Les prévalences de CT et de GC ont été calculées en utilisant les
résultats du test APTIMA COMBO 2 de l’échantillon de frottis en milieu
liquide PreservCyt.
Valeurs prédictives positives et négatives des taux de prévalence hypothétiques en
Amérique du Nord
Les valeurs prédictives positives et négatives (PPV et NPV) estimées pour différents taux de
prévalence en utilisant le test APTIMA COMBO 2 sont présentées dans les tableaux 2 et 3,
pour CT et GC respectivement. Ces calculs sont basés sur la prévalence hypothétique d’une
sensibilité et d’une spécificité générales calculées d’après l’état d’infection des patients dans
deux études cliniques multicentriques. La sensibilité et spécificité globales pour CT étaient
respectivement de 96,1 % et 98,0 % (tableau 2). La sensibilité et spécificité globales pour
GC étaient respectivement de 97,8 % et 99,2 % (tableau 3). Les PPV et NPV réelles
calculées en utilisant les données des études cliniques sont présentées dans les tableaux 6a
et 10a (échantillons sur écouvillon et d’urine), les tableaux 6b et 10b (échantillons vaginaux
sur écouvillon) et les tableaux 6c et 10c (échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt).
Tableau 2 : PPV et NPV hypothétiques pour CT
Taux de
Sensibilité Spécificité
prévalence
(%)
(%)
(%)
Valeur
prédictive
positive
(%)
Valeur
prédictive
négative
(%)
1
96,1
98,0
33,1
100,0
2
96,1
98,0
50,0
5
96,1
98,0
72,0
Tableau 3 : PPV et NPV hypothétiques pour GC
Taux de
Sensibilité Spécificité
prévalence
(%)
(%)
(%)
Valeur
prédictive
positive
(%)
Valeur
prédictive
négative
(%)
1
97,8
99,2
55,3
100,0
99,9
2
97,8
99,2
71,4
100,0
99,8
5
97,8
99,2
86,6
99,9
10
96,1
98,0
84,5
99,6
10
97,8
99,2
93,2
99,7
15
96,1
98,0
89,6
99,3
15
97,8
99,2
95,6
99,6
20
96,1
98,0
92,4
99,0
20
97,8
99,2
96,8
99,4
25
96,1
98,0
94,2
98,7
25
97,8
99,2
97,6
99,2
30
96,1
98,0
95,4
98,3
30
97,8
99,2
98,1
99,0
Test APTIMA COMBO 2
46
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Consultez Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System après la
section Performance analytique des DTS Systems pour les caractéristiques de performance
clinique spécifiques au TIGRIS DTS System.
Résultats des études cliniques
Les caractéristiques de performance du test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems ont
été établies lors de trois études cliniques multicentriques effectuées en Amérique du Nord.
La première étude clinique multicentrique a évalué des échantillons endocervicaux et
urétraux mâles collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon et des échantillons d’urine
masculins et féminins provenant de 1363 sujets masculins et 1569 sujets féminins enrôlés
dans sept sites cliniques géographiquement répartis. La seconde étude clinique
multicentrique a évalué des échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien
à l’aide d’un écouvillon chez 1464 sujets féminins enrôlés dans huit sites cliniques
géographiquement répartis. La troisième étude clinique multicentrique a évalué les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt provenant de 1647 sujets enrôlés sur six
sites cliniques. Lors des calculs de performance basés sur l’état des symptômes, les sujets
ont été classés comme symptomatiques s’ils ont fait état de décharges, dysuries, et douleurs
pelviennes et autres symptômes de cet ordre. Les sujets ont été classés comme
asymptomatiques s’ils n’ont fait état d’aucun symptôme.
Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon et d’urine
Dans l’étude clinique multicentrique des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux
sur écouvillon et d’urine, 2932 sujets masculins et féminins symptomatiques et
asymptomatiques ayant consulté dans des cliniques pour MST, des gynécologues/
obstétriciens et des centres de planning familial ont été enrôlés dans l’étude. Jusqu’à trois
écouvillons urétraux et un échantillon d’urine ont été collectés chez les sujets masculins et
quatre écouvillons endocervicaux et un échantillon d’urine chez les sujets féminins. Pour les
sujets masculins fournissant un écouvillon urétral, le test comprenait uniquement la culture
de GC. Pour les sujets masculins fournissant trois écouvillons, les tests comprenaient la
culture de GC, le test APTIMA COMBO 2 et des NAAT disponibles dans le commerce pour
CT et GC. Les tests des écouvillons endocervicaux comprenaient le test APTIMA COMBO 2,
deux NAAT du commerce pour CT, un NAAT du commerce pour GC, et la culture de GC.
L’écouvillon de culture de GC a été collecté en premier et l’ordre de collecte des écouvillons
restants a été alterné pour minimiser les biais de prélèvement. L’urine a été testée avec le
test APTIMA COMBO 2, deux NAAT disponibles dans le commerce pour CT, et un test
amplifié du commerce pour GC. Les tests d’amplification disponibles dans le commerce ont
été utilisés comme tests de référence dans l’étude clinique du test APTIMA COMBO 2.
Tous les calculs de performance ont été basés sur le nombre total d’échantillons
endocervicaux et urétraux mâles sur écouvillon et d’échantillons d’urine masculins et
féminins du test APTIMA COMBO 2 comparés à un algorithme de l’état d’infection des
patients pour chacun des deux sexes. Dans chaque algorithme spécifique au sexe, la
désignation d’un sujet comme étant infecté, non infecté, ou avec résultats non concluant se
basait sur les résultats combinés des écouvillons endocervicaux et urétraux mâles du NAAT
de référence et des échantillons d’urine. Concernant l’état d’infection à CT, deux résultats
positifs avec un NAAT de référence de toute forme de combinaison d’écouvillon et
d’échantillon d’urine désignaient le sujet comme étant infecté. Si tous les résultats du test de
référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non infecté. Si un seul résultat était
positif, le sujet était désigné comme non concluant. Concernant l’état d’infection à GC, une
Test APTIMA COMBO 2
47
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
culture positive, ou des résultats d’écouvillon ou d’urine positifs avec le test amplifié de
référence, désignaient le sujet comme étant infecté. Une culture négative accompagnée d’un
seul résultat positif avec le test amplifié de référence donnait lieu à un état non concluant. Si
tous les résultats du test de référence étaient négatifs, le sujet était désigné comme non
infecté. Les tableaux 7a, 7b, 7c, 8, 11a, 11b, 11c et 12 résument la fréquence des résultats
de test pour les deux NAAT de référence et le test APTIMA COMBO 2 pour les sujets des
études cliniques.
Les résultats du test APTIMA COMBO 2 pour les échantillons endocervicaux et urétraux
mâles collectés par des cliniciens à l’aide d’un écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine
masculins et féminins, ont été comparés à l’algorithme de l’état d’infection des patients pour
déterminer la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives. Au total 15 661 résultats de
test CT et 14 144 de test GC ont été utilisés dans l’analyse de données. La sensibilité et la
spécificité à CT par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées au
tableau 5a. Le tableau 6a compare la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du
test APTIMA COMBO 2 pour CT à l’état d’infection des patients par site clinique et de
manière globale. La sensibilité et la spécificité de détection de GC par sexe, type
d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le tableau 9a. Le tableau 10a
compare la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test APTIMA COMBO 2
pour GC à l’état d’infection des patients par site clinique et de manière globale. Les
échantillons positifs avec le test APTIMA COMBO 2 et avec un état d’infection des patients
négatif (autrement dit, faussement positifs en apparence) ont été testés avec d’autres tests
d’amplification GEN-PROBE pour CT et GC. Ces tests amplifient des séquences de CT et
GC qui sont différentes de celles amplifiées avec le test APTIMA COMBO 2. Les tests ont
été effectués sur un échantillon à la fois (autrement dit, pas nécessairement sur des
échantillons sur écouvillon et d’urine associés) et les résultats des tests d’amplification
alternatifs n’ont pas été utilisés pour changer les catégories initiales des patients (tableaux
5a et 9a).
L’impact du sang a été évalué dans les échantillons endocervicaux sur écouvillon pour établir
la performance des tests CT et GC. Sur les 2454 échantillons dont la performance CT a été
valuée, 234 (9,5 %) étaient teintés de sang. Sur les 2829 échantillons dont la performance
GC a été évaluée, 247 (8,7 %) étaient teintés de sang. La performance du test aussi bien
pour CT que pour GC n’a pas été statistiquement différente pour les échantillons teintés de
sang que pour ceux qui ne l’étaient pas. Des informations supplémentaires sur les tests de
détection du sang peuvent être consultées sous Substances interférentes.
La performance du test avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine chez
les femmes enceintes a été évaluée lors de l’étude clinique. Pour CT, la sensibilité des
échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et
100 % (8/8). La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été
respectivement de 95,8 % (23/24) et 100 % (24/24). Pour GC, la sensibilité des échantillons
endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement de 100 % (8/8) et 100 % (8/8).
La spécificité des échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine a été respectivement
de 100 % (26/26) et 100 % (26/26).
Sur les 11 406 résultats des tests APTIMA COMBO 2 de cette étude clinique multicentrique,
trois résultats pour CT et neuf pour GC étaient équivoques sur les tests successifs et ont été
exclus de l’analyse. Un échantillon était invalide pour les résultats CT et GC et a été exclu
de l’étude.
Test APTIMA COMBO 2
48
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Étude clinique des échantillons vaginaux sur écouvillon
Dans l’étude clinique multicentrique des écouvillons vaginaux, 1464 sujets féminins
symptomatiques et asymptomatiques se rendant dans des centres pour MST, chez des
gynécologues/obstétriciens, dans des cliniques pour adolescents et des centres de planning
familiaux, ont été évalués lors de l’étude clinique. Sur les 646 sujets asymptomatiques
participant à l’étude, deux avaient moins de 16 ans, 158 entre 16 et 20 ans, 231 entre 21 et 25
ans, et 255 avaient plus de 25 ans. Sur les 818 sujets symptomatiques participant à l’étude, 160
avaient entre 16 et 20 ans, 324 entre 21 et 25 ans, et 334 avaient plus de 25 ans. Cinq
échantillons ont été recueillis chez sujet éligible : un échantillon d’urine, un échantillon vaginal
sur écouvillon collecté par la patiente, un échantillon vaginal sur écouvillon collecté par un
clinicien et échantillons endocervicaux randomisés sur écouvillon. Les résultats du test APTIMA
COMBO 2 ont été obtenus à partir des deux écouvillons vaginaux, d’un des écouvillons
endocervicaux, et d’un aliquot de l’échantillon d’urine. Le deuxième écouvillon endocervical et le
deuxième aliquot de l’échantillon d’urine ont été testés en utilisant un autre NAAT disponible
dans le commerce pour CT ainsi qu’un autre NAAT disponible dans le commerce pour GC. Les
échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine testés avec le test APTIMA COMBO 2 ainsi
que les autres NAAT disponibles dans le commerce ont été utilisés comme NAAT de référence
pour déterminer l’état d’infection de chaque sujet de l’étude clinique des échantillons vaginaux
sur écouvillon. L’analyse des échantillons a été effectuée soit sur le site d’enrôlement des sujets,
soit dans un site d’analyse externe.
Tous les calculs de performance ont été basés sur le nombre total des résultats du test APTIMA
COMBO 2 pour les écouvillons vaginaux collectés par des patientes et par des cliniciens
comparés à l’algorithme de l’état d’infection d’un patient. Au total 2073 résultats de test CT et
2073 de test GC ont été utilisés dans l’analyse de données. Dans l’algorithme, la désignation
d’un sujet comme étant infecté ou non infecté par CT ou GC était basée sur les résultats des
échantillons endocervicaux sur écouvillon ou d’urine du test APTIMA COMBO 2 disponible dans
le commerce ainsi que de l’autre NAAT du commerce. Les sujets étaient considérés infectés par
CT or GC si deux des quatre échantillons endocervicaux sur écouvillon et d’urine étaient positifs
avec le test APTIMA COMBO 2 et l’autre NAAT de référence (un échantillon testant positif dans
chaque NAAT). Les sujets étaient considérés non infectés si moins de deux résultats NAAT de
référence étaient positifs. Les tableaux 7b et 11b résument le nombre des résultats de sujets
symptomatiques et asymptomatiques désignés comme infectés ou non infectés respectivement
par CT ou GC, selon l’algorithme de l’état d’infection des patients. Pour cette étude clinique,
deux NAAT disponibles dans le commerce ont été utilisés afin de déterminer l’état d’infection à
GC. La culture de cellules n’a pas été utilisée comme test de référence car les résultats du test
APTIMA COMBO 2 ont déjà été comparés à ceux de la culture de cellules pour d’autres types
d’échantillons (se référer à l’Étude clinique des échantillons endocervicaux et urétraux mâles sur
écouvillon et d’urine pour de plus amples details.
La sensibilité et la spécificité de détection de CT par sexe, type d’échantillon et état des
symptômes sont présentées dans le tableau 5b. Le tableau 6b présente la sensibilité, la
spécificité et les valeurs prédictives du test APTIMA COMBO 2 pour CT comparé à l’état
d’infection des patients par site clinique et de manière globale. La sensibilité et la spécificit de
détection de GC par sexe, type d’échantillon et état des symptômes sont présentées dans le
tableau 9b. La tableau 9b présente la sensibilité, la spécificité et les valeurs prédictives du test
APTIMA COMBO 2 pour GC comparé à l’état d’infection des patients par site clinique et de
manière globale. Les échantillons pour lesquels le test APTIMA COMBO 2 était positif alors que
l’état d’infection du patient était négatif (c.-à-d. à priori des faux-positifs) ont été analysés par des
tests TMA alternatifs pour CT et GC ; les séquences cibles de ces tests TMA alternatifs était
distinctes de celles ciblées par le test APTIMA COMBO 2. Les résultats des tests TMA alternatifs
n’ont pas être utilisés pour modifier les catégories initiales des patients (tableaux 5b et 9b).
Test APTIMA COMBO 2
49
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Sur les 1464 sujets enrôlés, 13 sujets avaient un état d’infection à CT inconnu et 14 sujets un
état d’infection à GC inconnu. Les sujets ont été désignés comme ayant un état d’infection
inconnu si des résultats incomplets empêchaient de déterminer de manière concluante leur état
d’infection. Les résultats obtenus auprès de ces sujets n’ont été inclus dans aucuns des calculs
de performance. Sur les 5782 résultats d’écouvillons vaginaux du test APTIMA COMBO 2 de
l’étude clinique multicentrique, seul un faible pourcentage (28, 0,5 %) d’échantillons vaginaux sur
écouvillon a initialement donné des résultats de test invalides ou équivoques pour CT ou GC.
Lors des tests de répétition, seulement trois résultats CT et deux résultats GC étaient
équivoques et ont été exclus de l’analyse. Aucun échantillon n’a été testé comme invalide lors
des tests de répétition.
Etude clinique des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Une étude clinique prospective multicentrique a été effectuée pour évaluer l’utilisation de la
solution PreservCyt (un composant du ThinPrep 2000 System) comme milieu alternatif pour les
échantillons gynécologiques dans la détection de CT et GC. Mille six-cent quarante-sept (1647)
sujet féminins symptomatiques et asymptomatiques se rendant chez des gynécologues/
obstétriciens, des centres de planning familial, des dispensaires, et des cliniques pour femmes
et pour MST, ont été évaluées lors de l’étude clinique. Sur les 1647 sujets évaluables, 1288
étaient des sujets asymptomatiques et 359 des sujets symptomatiques. Les sujets ont été
enrôlés dans des sites où la prévalence de CT s’échelonnait de 3,2 % à 14,0 %, et de 0,0 % à
5,0 % pour GC. Deux échantillons ont été recueillis chez chaque sujet éligible : un frottis en
milieu liquide PreservCyt et un échantillon endocervical sur écouvillon. Les échantillons de frottis
en solution PreservCyt ont été traités conformément au Manuel de l’opérateur du processeur
ThinPrep 2000 et à la notice du kit de transfert d’échantillons APTIMA. Après traitement de
l’échantillon de frottis en milieu liquide PreservCyt avec le processeur ThinPrep 2000,
l’échantillon a été transféré dans le kit de transfert d’échantillons APTIMA pour être testé à l’aide
du test APTIMA COMBO 2. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt et les
échantillons endocervicaux sur écouvillon ont été testés à l’aide du test APTIMA COMBO 2.
La sensibilité et la spécificité des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
calculées en comparant les résultats à un algorithme de l’état d’infection des patients. Dans
l’algorithme, la désignation d’un sujet comme étant infecté ou non infecté par CT ou GC était
basée sur les résultats des échantillons endocervicaux sur écouvillon ou d’urine de deux NAAT
disponibles dans le commerce (Tableaux 7c et 11c). Concernant CT, les NAAT de référence
comprenaient le test APTIMA COMBO 2 et le test APTIMA CT. Concernant GC, les NAAT de
référence comprenaient le test APTIMA COMBO 2 et le test APTIMA GC. Les résultats positifs
des deux NAAT de référence étaient nécessaires pour établir l’infection du patient. Le patient
était jugé non infecté en cas de discordance ou de résultats négatifs avec les deux NAAT de
référence.
La sensibilité et la spécificité de détection de CT obtenues pour les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt testés avec le test APTIMA COMBO 2 sont présentées par état des
symptômes et de manière globale dans le tableau 5c. Concernant CT, la sensibilité a été de
96,7 % (87/90) sur l’ensemble. Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la
sensibilité était respectivement de 96,7 % (29/30) et 96,7 % (58/60). La spécificité pour les
échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt était de 99,2 % (1545/1557) sur l’ensemble.
Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, les spécificités étaient respectivement de
98,5 % (324/329) et 99,4 % (1221/1228). Le tableau 6c donne les valeurs de spécificité et de
sensibilité du test APTIMA COMBO 2 pour CT dans les échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt par site clinique et de manière globale. Concernant CT, la sensibilité s’échelonnait de
92,9 % à 100 %. La spécificité s’échelonnait de 97,7 % à 100 %.
Test APTIMA COMBO 2
50
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
La sensibilité et la spécificité de détection de GC obtenues pour les échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt testés avec le test APTIMA COMBO 2 sont présentées par état des
symptômes et de manière globale dans le tableau 9c. Pour GC, la sensibilité globale était de
92,3 % (12/13). Chez les sujets symptomatiques et asymptomatiques, la sensibilité était
respectivement de 100 % (7/7) et 83,3 % (5/6). La spécificité globale des échantillons de frottis
en milieu liquide PreservCyt était de 99,8 % (1630/1634). Chez les sujets symptomatiques et
asymptomatiques, la spécificité était respectivement de 100 % (352/352) et 99,7 % (1278/1282).
Le tableau 10c donne les valeurs de spécificité et de sensibilité du test APTIMA COMBO 2 pour
GC dans les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt par site clinique et de manière
globale. Concernant GC, la sensibilité s’échelonnait de 80,0 % à 100 %. La spécificité
s’échelonnait de 99,0 % à 100 %.
La distribution des dispositifs d’échantillonnage cervical de cette étude clinique est décrite
par site clinique dans le tableau 4.
Tableau 4 : Résumé concernant les dispositifs d’échantillonnage cervical utilisés ans l’étude
des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Dispositif d’échantillonnage
cervical
Site clinique de collecte
1
2
3
4
Spatule/cytobrosse
0
124
475
Dispositif endocervical de type balai
100
0
0
Test APTIMA COMBO 2
51
Total
5
6
287
57
364
1307
0
240
0
340
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableaux des performances pour Chlamydia trachomatis
Sensibilité et spécificité à C. trachomatis
Tableau 5a : Échantillons du test APTIMA COMBO 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
État des
symptômes
N
TP
FP4
TN
FN
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
Sympt.
676
190
15a
464
7
96,4 % (92,8–98,6)
96,9 % (94,9–98,2)
Asympt.
388
70
5
309
4
94,6 % (86,7–98,5)
98,4 % (96,3–99,5)
Tous1
1065
260
20c
774
11
95,9 % (92,9–98,0)
97,5 % (96,1–98,5)
Sympt.
694
199
8d
484
3
98,5 % (95,7–99,7)
98,4 % (96,8–99,3)
Asympt.
400
77
4
Tous
1095
Sympt.
b
Homme
Urine
Écouvillon
316
3
96,3 % (89,4–99,2)
98,8 % (96,8–99,7)
276
12
f
801
6
97,9 % (95,4–99,2)
98,5 % (97,4–99,2)
819
133
22g
653
11
92,4 % (86,7–96,1)
96,7 % (95,1–97,9)
Asympt.
569
61
6h
501
1
98,4 % (91,3–100)
98,8 % (97,4–99,6)
Tous
1389
195
28
1154
12
94,2 % (90,1–97,0)
97,6 % (96,6–98,4)
Sympt.
821
136
8j
668
9
93,8 % (88,5–97,1)
98,8 % (97,7–99,5)
Asympt.
569
60
5
502
2
96,8 % (88,8–99,6)
99,0 % (97,7–99,7)
Tous2
1391
197
13l
1170
11
94,7 % (90,7–97,3)
98,9 % (98,1–99,4)
Sympt.
1495
323
37m
1117
18
94,7 % (91,8–96,8)
96,8 % (95,6–97,7)
Asympt.
957
131
11
Tous
2454
Sympt.
1
2
e
i
Femme
Urine
Écouvillon
k
810
5
96,3 % (91,6–98,8)
98,7 % (97,6–99,3)
455
o
48
1928
23
95,2 % (92,9–96,9)
97,6 % (96,8–98,2)
1515
335
16p
1152
12
96,5 % (94,0–98,2)
98,6 % (97,8–99,2)
Asympt.
969
137
9q
818
5
96,5 % (92,0–98,8)
98,9 % (97,9–99,5)
Tous
2486
473
25
1971
17
96,5 % (94,5–98,0)
98,7 % (98,2–99,2)
3
n
Total
Urine
3
r
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
2
Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
3
Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
4
Les résultats du test TMA alternatif pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : 
a: 11/14; b: 3/5; c: 14/19; d: 4/8; e: 0/4; f: 4/12; g: 18/22; h: 4/6; i: 22/28; j: 2/8; k: 1/5; l: 3/13, m: 29/36, n: 7/11, 
o: 36/47, p: 6/16, q: 1/9, et r : 7/25.
1
Tableau 5b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test APTIMA COMBO 2 comparés à l’état
d’infection des patients
Échantillon
État des
symptômes
N
TP
FP1
TN
FN
Sensibilité
(95 % C.I.)
Spécificité
(95 % C.I.)
Collecté par Écouvillon
la patiente
vaginal
Asympt.
628
60
18a
549
1
98,4 % (91,2–100)
96,8 % (95,0–98,1)
Sympt.
809
111
25b
669
4
96,5 % (91,3–99,0)
96,4 % (94,7–97,7)
Asympt.
636
59
c
16
559
2
96,7 % (88,7–99,6)
97,2 % (95,5–98,4)
Tous
1445
170
41
d
1228
6
96,6 % (92,7–98,7)
96,8 % (95,6–97,7)
Collecté par Écouvillon
un clinicien
vaginal
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
Les résultats du test TMA d’amplification alternatif pour CT représentent le nbre de résultats positifs/le nbre
d’échantillons testés : a: 15/18, b: 17/25, c: 15/16, et d : 32/41.
1
Test APTIMA COMBO 2
52
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 5c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test APTIMA COMBO 2 à l’état d’infection
des patients
État des
symptômes
Asympt.
Sympt.
Tous
Résultats AC2/CT
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
58
1
0
6
Négatif
2
1
12
1208
Total
60
2
12
1214
Positif
29
0
0
5
Négatif
1
3
4
317
Total
30
3
4
322
Positif
87
1
0
11
Négatif
3
4
16
1525
Total
90
5
16
1536
Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %)
96,7 % (88,5 - 99,6)
99,4 % (98,8 - 99,8)
96,7 % (82,8 - 99,9)
98,5 % (96,5 - 99,5)
96,7 % (90,6 - 99,3)
99,2 % (98,7 - 99,6)
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test ACT.
Test APTIMA COMBO 2
53
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
C. trachomatis performance par site clinique
Tableau 6a : Échantillon analysé avec le test APTIMA COMBO 2 comparé à l’état d’infection du patient
Échantillon
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
Sensibilité
(95 % C.I.)
Spécificité
(95 % C.I.)
PPV
(%)
NPV
(%)
1
157
35
6
115
1
22,9
97,2 % (85,5–99,9)
95,0 % (89,5–98,2)
85,4
99,1
2
93
19
2
72
0
20,4
100 % (82,4–100)
97,3 % (90,6–99,7)
90,5
100
3
248
76
5
165
2
31,5
97,4 % (91,0–99,7)
97,1 % (93,3–99,0)
93,8
98,8
4
51
12
1
38
0
23,5
100 % (73,5–100)
97,4 % (86,5–99,9)
92,3
100
5
138
24
0
113
1
18,1
96,0 % (79,6–99,9)
100 % (96,8–100)
100
99,1
6
353
74
6
268
5
22,4
93,7 % (85,8–97,9)
97,8 % (95,3–99,2)
92,5
98,2
7
25
TOUS 1065
20
0
3
2
88,0*
90,9 % (70,8–98,9)
100 % (29,2–100)
100
60,0
260
20
774
11
25,4
95,9 % (92,9–98,0)
97,5 % (96,1–98,5)
92,9
98,6
Homme
Urine
1
157
35
6
115
1
22,9
97,2 % (85,5–99,9)
95,0 % (89,5–98,2)
85,4
99,1
2
96
22
1
73
0
22,9
100 % (84,6–100)
98,6 % (92,7–100)
95,7
100
3
249
78
2
169
0
31,3
100 % (95,4–100)
100 % (95,8–99,9)
97,5
100
4
51
12
0
39
0
23,5
100 % (73,5–100)
98,8 % (91,0–100)
100
100
5
162
31
2
129
0
19,1
100 % (88,8–100)
98,5 % (94,6–99,8)
93,9
100
6
353
74
1
273
5
22,4
93,7 % (85,8–97,9)
99,6 % (98,0–100)
98,7
98,2
7
27
24
0
3
0
88,9*
100 % (85,8–100)
100 % (29,2–100)
100
100
276
12
801
6
25,8
97,9 % (95,4–99,2)
98,5 % (97,4–99,2)
95,8
99,3
34
4
110
2
24,0
94,4 % (81,3–99,3)
96,5 % (91,3–99,0)
89,5
98,2
TOUS 1095
1
Écouvillon
150
2
81
11
1
68
1
14,8
91,7 % (61,5–99,8)
98,6 % (92,2–100)
91,7
98,6
3
184
51
13
114
6
31,0
89,5 % (78,5–96,0)
89,8 % (83,1–94,4)
79,7
95,0
4
196
27
2
167
0
13,8
100 % (87,2–100)
98,8 % (95,8–99,9)
93,1
100
5
370
27
1
341
1
7,6
96,4 % (81,7–99,9)
99,7 % (98,4–100)
96,4
99,7
6
274
35
7
230
2
13,5
94,6 % (81,8–99,3)
97,0 % (94,0–98,8)
83,3
99,1
7
134
10
0
124
0
7,5
100 % (69,2–100)
100 % (97,1–100)
100
100
TOUS 1389
195
28
1154
12
14,9
94,2 % (90,1–97,0)
97,6 % (96,6–98,4)
87,4
99,0
Femme
Urine
1
150
34
4
110
2
24,0
94,4 % (81,3–99,3)
96,5 % (91,3–99,0)
89,5
98,2
2
81
12
1
68
0
14,8
100 % (73,5–100)
98,6 % (92,2–100)
92,3
100
3
185
54
3
125
3
30,8
94,7 % (85,4–98,9)
97,7 % (93,3–99,5)
94,7
97,7
4
196
24
2
167
3
13,8
88,9 % (70,8–97,6)
98,8 % (95,8–99,9)
92,3
98,2
5
369
28
2
338
1
7,9
96,6 % (82,2–99,9)
99,4 % (97,9–99,9)
93,3
99,7
6
276
35
1
238
2
13,4
94,6 % (81,8–99,3)
99,6 % (97,7–100)
97,2
99,2
7
134
10
0
124
0
7,5
100 % (69,2–100)
100 % (97,1–100)
100
100
TOUS 1391
197
13
1170
11
15,0
94,7 % (90,7–97,3)
98,9 % (98,1–99,4)
93,8
99,1
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
* Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques.
Test APTIMA COMBO 2
54
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 6b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test APTIMA COMBO 2 comparés à l’état d’infection des
patients
Échantillon
Collecté
Écouvillon
par la
vaginal
patiente
Collecté
Écouvillon
par un
vaginal
clinicien
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
1
70
14
3
53
0
2
45
13
3
29
3
45
4
2
39
4
152
6
3
142
5
130
7
3
120
6
75
8
2
65
7
68
5
1
62
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
20,0
100 % (76,8–100) 94,6 % (85,1–98,9) 82,4
100
0
28,9
100 % (75,3–100) 90,6 % (75,0–98,0) 81,3
100
0
8,9
100 % (39,8–100) 95,1 % (83,5–99,4) 66,7
100
1
4,6
85,7 % (42,1–99,6) 99,7 % (94,1–99,6) 66,7
99,3
0
5,4
100 % (59,0–100) 97,6 % (93,0–99,5) 70,0
100
0
10,7
100 % (63,1–100) 97,0 % (89,6–99,6) 80,0
100
0
7,4
100 % (47,8–100) 98,4 % (91,5–100)
100
83,3
8
43
3
1
39
0
7,0
100 % (29,2–100) 97,5 % (86,8–99,9) 75,0
100
TOUS
628
60
18
549
1
9,7
98,4 % (91,2–100) 96,8 % (95,0–98,1) 76,9
99,8
1
227
34
9
182
2
15,9
94,4 % (81,3–99,3) 95,3 % (91,2–97,8) 79,1
98,9
2
196
50
5
139
2
26,5
96,2 % (86,8–99,5) 96,5 % (92,1–98,9) 90,9
98,6
3
113
9
3
101
0
8,0
100 % (66,4–100) 97,1 % (91,8–99,4) 75,0
100
4
262
19
11
231
1
7,6
95,0 % (75,1–99,9) 95,5 % (92,0–97,7) 63,3
99,6
5
199
13
2
184
0
6,5
100 % (75,3–100) 98,9 % (96,2–99,9) 86,7
100
6
296
33
9
254
0
11,1
100 % (89,4–100) 96,6 % (93,6–98,4) 78,6
100
7
102
9
1
91
1
9,8
90,0 % (55,5–99,7) 98,9 % (94,1–100)
98,9
90,0
8
50
3
1
46
0
6,0
100 % (29,2–100) 97,9 % (88,7–99,9) 75,0
100
TOUS
1445
170
41
1228
6
12,2
96,6 % (92,7–98,7) 96,8 % (95,6–97,7) 80,6
99,5
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
Test APTIMA COMBO 2
55
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 6c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test APTIMA COMBO 2 à l’état d’infection des
patients
Site
1
2
3
4
5
6
Tous
Résultats AC2/CT
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
14
0
0
2
Négatif
0
0
1
83
Total
14
0
1
85
Positif
4
0
0
0
Négatif
0
0
2
118
Total
4
0
2
118
Positif
29
0
0
2
Négatif
2
0
2
440
Total
31
0
2
442
Positif
8
1
0
4
Négatif
0
2
1
271
Total
8
3
1
275
Positif
13
0
0
2
Négatif
1
1
4
276
Total
14
1
4
278
Positif
19
0
0
1
Négatif
0
1
6
337
338
Total
19
1
6
Positif
87
1
0
11
Négatif
3
4
16
1525
Total
90
5
16
1536
Prév.
Sensibilité (IC à 95 %) Spécificité (IC à 95 %)
(%)
PPV
(%)
NPV
(%)
14,0
100 % (76,8 - 100)
97,7 % (91,9 - 99,7)
87,5
100
3,2
100 % (39,8 - 100)
100 % (97,0 - 100)
100
100
6,5
93,5 % (78,6 - 99,2)
99,5 % (98,4 - 99,9)
93,5
99,5
2,8
100 % (63,1 - 100)
98,2 % (95,9 - 99,4)
61,5
100
4,7
92,9 % (66,1 - 99,8)
99,3 % (97,5 - 99,9)
86,7
99,6
5,2
100 % (82,4 - 100)
99,7 % (98,4 - 100)
95,0
100
5,5
96,7 % (90,6 - 99,3)
99,2 % (98,7 - 99,6)
87,9
99,8
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon endocervical sur
écouvillon avec le test ACT.
Test APTIMA COMBO 2
56
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Chlamydia trachomatis analyse de l’état d’infection des patientes de sexe féminin
Tableau 7a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine
NAAT 1
L’état d’infection du
patient
Infecté
Test APTIMA
COMBO 2
NAAT 2
État des
symptômes
FU
FS
FU
FS
FU
FS
Sympt.
Asympt.
S.O.
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infecté
S.O.
+
S.O.
+
+
+
1
0
Infecté
S.O.
+
+
+
-
+
0
1
Infecté
-
+
S.O.
+
-
+
1
0
Infecté
-
+
-
+
-
+
4
0
Infecté
-
+
-
+
+
+
6
1
Infecté
-
+
+
+
-
+
1
0
Infecté
-
+
+
+
+
+
7
3
Infecté
+
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infecté
+
-
S.O.
+
+
-
1
0
Infecté
+
-
+
-
-
-
1
0
Infecté
+
-
+
-
+
-
7
1
Infecté
+
-
+
-
+
+
2
1
Infecté
+
-
+
+
+
-
1
0
Infecté
+
-
+
+
+
+
3
3
Infecté
+
+
S.O.
+
+
+
6
2
Infecté
+
+
-
S.O.
+
+
1
0
Infecté
+
+
-
+
+
+
7
3
Infecté
+
+
+
S.O.
+
+
1
0
Infecté
+
+
+
-
+
+
2
2
Infecté
+
+
+
+
-
-
1
0
Infecté
+
+
+
+
-
+
1
1
Infecté
+
+
+
+
+
S.O.
1
0
Infecté
+
+
+
+
+
+
88
44
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
-
1
1
Non infecté
-
-
-
-
-
S.O.
2
1
Non infecté
-
-
-
-
-
-
648
497
Non infecté
-
-
-
-
-
+
18
4
Non infecté
-
-
-
-
+
-
4
3
Non infecté
-
-
-
-
+
+
4
2
822
570
Total
FU = Urine féminine ; FS = Écouvillon endocervical féminin ;
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Test APTIMA COMBO 2
57
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un
écouvillon
NAAT 2 (APTIMA
COMBO 2)
Test APTIMA
COMBO 2
État des
symptômes
L’état
d’infection du
patient
FS
FU
FS
FU
PVS
CVS
Symp.
Asymp.
Infecté
+
+
+
+
+
+
79
43
122
Infecté
+
+
+
+
+
-
0
1
1
Infecté
+
+
+
+
-
+
1
0
1
Infecté
+
+
+
+
S.O.
-
1
0
1
Infecté
+
-
+
+
+
+
8
5
13
Infecté
+
-
+
+
-
-
1
0
1
Infecté
+
-
+
+
S.O.
+
1
0
1
Infecté
+
=
+
+
+
+
1
0
1
Infecté
-
+
+
+
+
+
8
3
11
Infecté
-
+
+
+
-
-
1
0
1
Infecté
-
-
+
+
+
+
1
2
3
Infecté
-
S.O.
+
+
+
+
1
0
1
Infecté
+
+
+
-
+
+
5
3
8
Infecté
+
-
+
-
+
+
5
0
5
Infecté
+
-
+
-
-
+
2
0
2
Infecté
+
+
-
+
+
+
0
1
1
Infecté
-
+
-
+
+
+
1
4
5
Infecté
-
+
-
+
+
-
1
0
1
Infecté
-
+
-
+
-
-
0
1
1
Non infecté
-
-
+
-
+
+
0
4
4
Non infecté
-
-
+
-
+
-
2
1
3
Non infecté
-
-
+
-
-
+
2
1
3
Non infecté
-
-
+
-
-
-
6
4
10
Non infecté
-
-
+
-
S.O.
+
1
0
1
NAAT 1
Total
Non infecté
-
-
+
-
S.O.
-
1
0
1
Non infecté
-
-
-
+
+
+
4
2
6
Non infecté
-
-
-
+
+
-
1
0
1
Non infecté
-
-
-
+
-
-
0
2
2
Non infecté
+
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infecté
-
+
-
-
-
-
1
2
3
Non infecté
-
-
-
-
+
+
3
2
5
Non infecté
-
-
-
-
+
-
2
7
9
Non infecté
-
-
-
-
-
+
12
3
15
Non infecté
-
-
-
-
-
-
623
516
1139
Non infecté
-
-
-
-
-
S.O.
0
2
2
Non infecté
-
-
-
-
-
=
1
0
1
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
+
0
1
1
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
-
11
8
19
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
=
0
1
1
Non infecté
-
-
-
-
=
+
0
1
1
Non infecté
-
S.O.
-
-
-
-
2
2
4
Test APTIMA COMBO 2
58
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 7b : Échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un clinicien à l’aide d’un
écouvillon (suite)
L’état
d’infection du
patient
NAAT 2 (APTIMA
COMBO 2)
NAAT 1
FS
Test APTIMA
COMBO 2
CVS
État des
symptômes
FU
FU
PVS
Non infecté
-
S.O.
Non infecté
-
=
-
-
S.O.
-
0
1
1
-
-
-
-
12
9
21
Non infecté
-
=
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infecté
=
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
-
0
1
1
Non infecté
-
-
S.O.
-
-
-
5
4
9
Non infecté
-
-
=
-
-
+
1
0
1
Non infecté
-
-
=
-
-
-
1
0
1
811
640
1451
Total
Symp.
Total
FS
Asymp.
FS = Écouvillon endocervical féminin ; FU = Urine féminine ; PVS = Écouvillon vaginal collecté par une
patiente asymptomatique ; CVS = Écouvillon vaginal collecté par un clinicien. « S.O. » représente un
échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=) correspond à des résultats
équivoques ou indéterminés après réanalyse.
Tableau 7c : Résultats pour l’état d’infection des patients par C.
trachomatis provenant de l’étude clinique des échantillons de frottis
en milieu liquide PreservCyt
L’état d’infection du
patient
Résultat pour échantillon
endocervical sur écouvillon
État des symptômes
AC2
ACT
Symp.
Asymp.
Infecté
+
+
30
60
Non infecté
-
+
4
12
Non infecté
+
-
3
2
Non infecté
-
-
322
1214
359
1288
Total
Test APTIMA COMBO 2
59
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
C. trachomatis analyse de l’état d’infection des patients de sexe masculin
Tableau 8 : Analyse des échantillons urétraux sur écouvillon et d’urine pour
déterminer l’état d’infection par C. trachomatis des patients de sexe masculin
L’état d’infection du
patient
Infecté
NAAT 1
NAAT 2
Test APTIMA
COMBO 2
État des
symptômes
MU
MS
MU
MU
MS
Sympt.
Asympt.
S.O.
+
+
+
+
2
0
Infecté
-
+
+
+
+
10
4
Infecté
+
S.O.
+
+
S.O.
4
6
Infecté
+
S.O.
+
+
-
2
0
Infecté
+
S.O.
+
+
+
21
1
Infecté
+
-
+
+
-
3
3
Infecté
+
-
+
+
+
4
3
Infecté
+
+
S.O.
-
+
1
0
Infecté
+
+
S.O.
+
+
8
2
Infecté
+
+
-
+
+
12
4
Infecté
+
+
+
-
-
1
0
Infecté
+
+
+
-
+
1
3
Infecté
+
+
+
+
S.O.
1
0
Infecté
+
+
+
+
-
1
1
Infecté
+
+
+
+
+
131
53
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
0
2
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
13
8
Non infecté
-
-
-
-
-
461
303
Non infecté
-
-
-
-
+
10
5
Non infecté
-
-
-
+
-
3
4
Non infecté
-
-
-
+
+
Total
5
0
694
402
MU = Urine homme ; MS = Écouvillon urétral masculin ;
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Test APTIMA COMBO 2
60
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Neisseria gonorrhoeae tableaux de performance
N. gonorrhoeae sensibilité et spécificité
Tableau 9a : Échantillons du test APTIMA COMBO 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
État des
symptômes
N
TP
FP4
TN
FN
Sympt.
724
304
5a
Asympt.
378
Tous1
1103
Sympt.
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
412
3
15
b
99,0 % (97,2–99,8) 98,8 % (97,2–99,6)
12
351
0
100 % (78,2–100)
319
17c
764
3
99,1 % (97,3–99,8) 97,8 % (96,5–98,7)
750
311
1d
433
5
98,4 % (96,3–99,5)
99,8 % (98,7–100)
Asympt.
383
13
2
e
368
0
100 % (75,3–100)
99,5 % (98,1–99,9)
Tous1
1134
324
3f
802
5
98,5 % (96,5–99,5) 99,6 % (98,9–99,9)
Sympt.
881
94
15g
772
0
100 % (96,2–100)
Asympt.
596
31
2
562
1
96,9 % (83,8–99,9)
99,6 % (98,7–100)
Tous2
1479
126
17i
1335
1
99,2 % (95,7–100)
98,7 % (98,0–99,3)
Sympt.
883
87
7j
782
7
92,6 % (85,3–97,0) 99,1 % (98,2–99,6)
Asympt.
599
28
3
564
4
87,5 % (71,0–96,5) 99,5 % (98,5–99,9)
Tous2
1484
116
10l
1347
11
91,3 % (85,0–95,6) 99,3 % (98,6–99,6)
Sympt.
1605
398
20m
1184
3
99,3 % (97,8–99,8) 98,3 % (97,4–99,0)
Asympt.
974
46
14
913
1
97,9 % (88,7–99,9) 98,5 % (97,5–99,2)
Tous3
2582
445
34o
2099
4
99,1 % (97,7–99,8) 98,4 % (97,8–98,9)
Sympt.
1633
398
8p
1215
12
97,1 % (94,9–98,5) 99,3 % (98,7–99,7)
Asympt.
982
41
5
Tous3
2618
440
13r
96,7 % (94,3–98,3)
Homme
Urine
Écouvillon
h
98,1 % (96,9–98,9)
Femme
Urine
Écouvillon
k
n
Total
Urine
932
4
91,1 % (78,8–97,5) 99,5 % (98,8–99,8)
2149
16
96,5 % (94,4–98,0) 99,4 % (99,0–99,7)
q
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
1
Comprend 1 sujet masculin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
2
Comprend 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
3
Comprend 1 sujet masculin et 1 sujet féminin chez qui aucun symptôme n’a été signalé.
4
Les résultats du test TMA alternatif pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre d’échantillons testés : 
a: 5/5, b: 12/12, c: 17/17, d: 0/1, e: 2/2, f: 2/3, g: 13/15 ; h : 2/2 ; i : 15/17, j: 4/7, k: 0/2, l: 4/9, m: 18/20, n: 14/14, 
o: 32/34, p: 4/8, q : 2/4, et r : 6/12.
Tableau 9b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test APTIMA COMBO 2 comparés à l’état
d’infection des patients
Échantillon
Collecté par
la patiente
Écouvillon
vaginal
Collecté par
un clinicien
Écouvillon
vaginal
État des
symptômes
N
TP
FP1
TN
FN
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
Asympt.
629
21
3a
605
0
100 % (83,9–100)
99,5 % (98,6–99,9)
Sympt.
807
51
7b
747
2
96,2 % (87,0–99,5) 99,1 % (98,1–99,6)
Asympt.
637
21
4
Tous
1444
72
11
c
d
611
1
95,5 % (77,2–99,9) 99,3 % (98,3–99,8)
1358
3
96,0 % (88,8–99,2) 99,2 % (98,6–99,6)
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
1
Les résultats du test TMA d’amplification alternatif pour GC représentent le nbre de résultats positifs/le nbre
d’échantillons testés : a: 3/3, b: 6/7, c: 3/4, et d : 9/11.
Test APTIMA COMBO 2
61
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 9c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test APTIMA COMBO 2 à l’état d’infection
des patients
État des
symptômes
Résultats AC2/GC
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
5
0
11
3
Négatif
1
0
5
1273
Asympt.
Sympt.
Tous
Total
6
0
6
1276
Positif
7
0
0
0
Négatif
0
0
0
352
Total
7
0
0
352
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
83,3 %
(35,9 - 99,6)
99,7 %
(99,2 - 99,9)
100 %
(59,0 - 100)
100 %
(99,0 - 100)
92,3 %
(64,0 - 99,8)
99,8 %
(99,4 - 99,9)
1
Un échantillon a donné un résultat discordant : résultat équivoque d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le
test APTIMA COMBO 2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test GC APTIMA.
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
Test APTIMA COMBO 2
62
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Neisseria gonorrhoeae performance par site clinique
Tableau 10a : Échantillons du test APTIMA COMBO 2 comparés au statut des patients infectés
Échantillon
Écouvillon
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév. (%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
1
159
56
1
101
1
35,8
98,2 % (90,6–100)
99,0 % (94,7–100)
98,2
99,0
2
97
13
0
84
0
13,4
100 % (75,3–100)
100 % (95,7–100)
100
100
3
264
71
6
187
0
26,9
100 % (94,9–100)
96,9 % (93,4–98,9)
92,2
100
100
4
53
20
0
33
0
37,7
100 % (83,2–100)
100 % (89,4–100)
100
5
139
12
0
127
0
8,6
100 % (73,5–100)
100 % (97,1–100)
100
100
6
336
94
10
231
1
28,3
98,9 % (94,3–100)
95,9 % (92,5–98,0)
90,4
99,6
100 % (2,5–100)
7
55
53
0
1
1
98,2*
98,1 % (90,1–100)
100
50,0
TOUS
1103
319
17
764
3
29,2
99,1 % (97,3–99,8) 97,8 % (96,5–98,7)
94,9
99,6
1
161
57
0
103
1
36,0
98,3 % (90,8–100)
100 % (96,5–100)
100
99,0
2
104
19
0
85
0
18,3
100 % (82,4–100)
100 % (95,8–100)
100
100
3
265
71
2
192
0
26,8
100 % (94,9–100)
99,0 % (96,3–99,9)
97,3
100
4
53
20
0
33
0
37,7
100 % (83,2–100)
100 % (89,4–100)
100
100
5
160
14
0
146
0
8,8
100 % (76,8–100)
100 % (97,5–100)
100
100
6
335
89
1
241
4
27,8
95,7 % (89,4–98,8)
99,6 % (97,7–100)
98,9
98,4
7
56
54
0
2
0
96,4*
100 % (93,4–100)
100 % (15,8–100)
100
100
TOUS
1134
324
3
802
5
29,0
98,5 % (96,5–99,5) 99,6 % (98,9–99,9)
99,1
99,4
1
196
30
2
164
0
15,3
100 %(88,4–100)
93,8
100
Homme
Urine
Écouvillon
98,8 % (95,7–99,9)
2
83
9
1
72
1
12,0
90,0 % (55,5–99,7)
98,6 % (92,6–100)
90,0
98,6
3
191
31
2
158
0
16,2
100 % (88,8–100)
98,8 % (95,6–99,8)
93,9
100
4
215
7
0
208
0
3,3
100 % (59,0–100)
100 % (98,2–100)
100
100
5
382
8
1
373
0
2,1
100 % (63,1–100)
99,7 % (98,5–100)
88,9
100
6
278
36
8
234
0
12,9
100 % (90,3–100)
96,7 % (93,6–98,6)
81,8
100
7
134
5
3
126
0
3,7
100 % (47,8–100)
97,7 % (93,4–99,5)
62,5
100
TOUS
1479
126
17
1335
1
8,6
99,2 % (95,7–100)
98,7 % (98,0–99,3)
88,1
99,9
1
196
24
2
164
6
15,3
80,0 % (61,4–92,3) 98,8 % (95,7–99,9)
92,3
96,5
2
83
9
1
72
1
12,0
90,0 % (55,5–99,7)
98,6 % (92,6–100)
90,0
98,6
3
191
30
2
158
1
16,2
96,8 % (83,3–99,9) 98,8 % (95,6–99,8)
93,8
99,4
4
215
5
2
206
2
3,3
71,4 % (29,0–96,3) 99,0 % (96,6–99,9)
71,4
99,0
5
383
8
0
375
0
2,1
100 % (63,1–100)
100 % (99,0–100)
100
100
6
282
35
2
244
1
12,8
97,2 % (85,5–99,9) 99,2 % (97,1–99,9)
94,6
99,6
7
134
5
1
128
0
3,7
100 % (47,8–100)
99,2 % (95,8–100)
83,3
100
TOUS
1484
116
10
1347
11
8,6
91,3 % (85,0–95,6) 99,3 % (98,6–99,6)
92,1
99,2
Femme
Urine
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
* Prévalence surestimée due au fait que la collecte initiale s’est limitée au dépistage des sujets symptomatiques.
Test APTIMA COMBO 2
63
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 10b : Échantillons vaginaux sur écouvillon du test APTIMA COMBO 2 comparés à l’état d’infection
des patients l’état d’infection du patient
Échantillon
Collecté
par la
patiente
Collecté
par un
clinicien
Écouvillon
vaginal
Écouvillon
vaginal
Site
N
TP
FP
TN
FN
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
1
70
5
1
65
0
7,1
100 % (47,8 - 100)
98,5 (91,7 - 100)
83,3
100
2
46
7
0
39
0
15,2
100 % (59,0 - 100)
100 % (91,0 - 100)
100
100
3
45
2
0
43
0
4,4
100 % (15,8 - 100)
100 % (91,8 - 100)
100
100
4
152
1
0
151
0
0,7
100 % (2,5 - 100)
100 % (97,6 - 100)
100
100
5
130
1
0
129
0
0,8
100 % (2,5 - 100)
100 % (97,2 - 100)
100
100
6
75
5
2
68
0
6,7
100 % (47,8 - 100)
97,1 (90,1 - 99,7)
71,4
100
7
68
0
0
68
0
0,0
S.O.
100 % (94,7 - 100)
S.O.
100
8
43
0
0
43
0
0,0
S.O.
100 % (91,8 - 100)
S.O.
100
TOUS
629
21
3
605
0
3,3
100 % (83,9 - 100)
99,5 (98,6 - 99,9)
87,5
100
1
227
12
3
212
0
5,3
100 % (73,5 - 100)
98,6 % (96,0 - 99,7)
80,0
100
2
196
31
2
163
0
15,8
100 % (88,8 - 100)
98,8 % (95,7 - 99,9)
93,9
100
3
113
3
0
109
1
3,5
75,0 % (19,4 - 99,4)
100 % (96,7 - 100)
100
99,1
4
262
5
2
255
0
1,9
100 % (47,8 - 100)
99,2 % (97,2 - 99,9)
71,4
100
5
198
2
0
196
0
1,0
100 % (15,8 - 100)
100 % (98,1 - 100)
100
100
6
296
18
4
272
2
6,8
90,0 % (68,3 - 98,8) 98,6 % (96,3 - 99,6)
81,8
99,3
7
102
0
0
102
0
0,0
S.O.
100 % (96,4 - 100)
S.O.
100
8
50
1
0
49
0
2,0
100 % (2,5 - 100)
100 % (92,7 - 100)
100
100
72
11
1358
3
5,2
96,0 % (88,8 - 99,2) 99,2 % (98,6 - 99,6)
86,7
99,8
TOUS 1444
TP = Vrai positif ; FP = Faux positif ; TN = Vrai négatif ; FN = Faux négatif.
Test APTIMA COMBO 2
64
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 10c : Comparaison des échantillons PreservCyt du test APTIMA COMBO 2 à l’état
d’infection des patients
Site
1
2
3
4
5
6
Tous
Résultats AC2/GC
PreservCyt
+/+
+/-
-/+
-/-
Positif
5
0
0
0
Négatif
0
0
0
95
Total
5
0
0
95
Positif
1
0
0
0
Négatif
0
0
0
123
Total
1
0
0
123
Positif
4
0
0
0
Négatif
1
0
0
470
Total
5
0
0
470
Positif
1
0
0
0
Négatif
0
0
3
283
Total
1
0
3
283
Positif
0
0
0
3
Négatif
0
0
0
294
Total
0
0
0
297
Positif
1
0
11
0
Négatif
0
0
2
360
Total
1
0
3
360
Positif
12
0
1
3
Négatif
1
0
5
1625
Total
13
0
6
1628
Prév.
(%)
Sensibilité
(IC à 95 %)
Spécificité
(IC à 95 %)
PPV
(%)
NPV
(%)
5,0
100 % (47,8 - 100)
100 % (96,2 - 100)
100
100
0,8
100 % (2,5 - 100)
100 % (97,0 - 100)
100
100
80,0 % (28,4 - 99,5) 100 % (99,2 - 100)
100
99,8
1,1
0,3
100 % (2,5 - 100)
100 % (98,7 - 100)
100
100
0,0
S.O.
99,0 % (97,1 - 99,8)
0,0
100
0,3
100 % (2,5 - 100)
99,7 % (98,5 - 100)
50,0
100
92,3 % (64,0 - 99,8) 99,8 % (99,4 - 99,9) 75,0
99,9
0,8
Un échantillon a donné un résultat discordant : résultat équivoque d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le
test APTIMA COMBO 2/Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test GC APTIMA.
+/+ = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
+/- = Résultat positif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
-/+ = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat positif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
-/- = Résultat négatif d’échantillon endocervical sur écouvillon avec le test AC2 / Résultat négatif d’échantillon
endocervical sur écouvillon avec le test AGC.
1
Test APTIMA COMBO 2
65
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Neisseria gonorrhoeae analyse de l’état d’infection des patients de sexe féminin
Tableau 11a : Écouvillon endocervical et échantillon d’urine
NAAT
L’état d’infection
du patient
Culture
Test APTIMA
COMBO 2
État des
symptômes
FU
FS
FS
FU
FS
Symp.
Asymp.
Infecté
S.O.
+
+
+
+
1
1
Infecté
-
-
+
-
-
0
1
Infecté
-
+
+
-
+
5
2
Infecté
-
+
+
+
+
9
2
Infecté
+
S.O.
+
+
+
1
0
Infecté
+
-
+
+
+
3
1
Infecté
+
+
S.O.
+
+
0
1
Infecté
+
+
-
+
+
11
2
Infecté
+
+
+
-
+
2
1
Infecté
+
+
+
+
+
62
21
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
2
3
Non infecté
-
-
-
-
-
768
559
Non infecté
-
-
-
-
+
12
2
Non infecté
-
-
-
+
-
4
3
Non infecté
-
-
-
+
+
3
0
883
599
Total
FU = Urine féminine ; FS = Écouvillon endocervical féminin
« S.O. » représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test.
Test APTIMA COMBO 2
66
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 11b : Analyse des échantillons vaginaux collectés par la patiente et par un
clinicien à l’aide d’un écouvillon
Test APTIMA
COMBO 2
État des
symptômes
L’état
d’infection
du patient
FS
FU
FS
FU
PVS
CVS
Infecté
+
+
+
+
+
+
44
15
59
Infecté
+
+
+
+
+
-
1
0
1
Infecté
+
+
+
+
S.O.
+
0
1
1
Infecté
+
-
+
+
+
+
2
2
4
Infecté
+
S.O.
+
+
+
+
1
0
1
Infecté
-
+
+
+
+
+
1
1
2
Infecté
-
-
+
+
+
+
1
1
2
Infecté
+
+
+
-
+
+
1
0
1
Infecté
+
-
+
-
+
+
1
1
2
Infecté
+
-
+
-
+
-
1
0
1
Infecté
+
+
-
+
+
+
1
0
1
Infecté
-
+
-
+
+
+
0
1
1
Infecté
-
+
-
+
+
-
0
1
1
NAAT 1
NAAT 2
Total
Sympt. Asympt.
Infecté
+
+
-
-
-
+
1
0
1
Non infecté
-
-
+
-
-
-
5
1
6
Non infecté
-
-
-
+
-
-
1
0
1
Non infecté
+
-
-
-
+
+
1
0
1
Non infecté
+
-
-
-
-
-
5
2
7
Non infecté
-
+
-
-
+
+
0
1
1
Non infecté
-
+
-
-
-
-
2
1
3
Non infecté
-
-
-
-
+
+
2
0
2
Non infecté
-
-
-
-
+
-
1
1
2
Non infecté
-
-
-
-
-
+
2
2
4
Non infecté
-
-
-
-
-
-
698
577
1275
Non infecté
-
-
-
-
-
S.O.
0
2
2
Non infecté
-
-
-
-
-
=
2
0
2
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
-
15
9
24
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
S.O.
1
0
1
Non infecté
-
S.O.
-
-
-
-
2
2
4
Non infecté
-
S.O.
-
-
S.O.
-
0
1
1
Non infecté
-
=
-
-
-
-
11
10
21
Non infecté
-
=
-
-
-
S.O.
0
1
1
Non infecté
=
-
-
-
-
-
1
1
2
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
-
0
1
1
Non infecté
-
-
S.O.
-
-
-
5
4
9
Non infecté
-
-
=
-
-
-
Total
1
1
2
810
640
1450
FS = Écouvillon endocervical féminin ; FU = Urine féminine ; PVS = Écouvillon vaginal collecté par
une patiente asymptomatique ; CVS = Écouvillon vaginal collecté par un clinicien ; « S.O. »
représente un échantillon non obtenu ou non disponible pour un test. Le symbole égal (=)
correspond à des résultats équivoques ou indéterminés après réanalyse.
Test APTIMA COMBO 2
67
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
N. gonorrhoeae analyse de l’état d’infection des patients de sexe féminin
Tableau 11c : Résultats pour l’état d’infection des patients par N.
gonorrhoeae provenant de l’étude clinique des échantillons de frottis
en milieu liquide PreservCyt
L’état
d’infection du
patient
Résultat pour échantillon
endocervical sur écouvillon
État des symptômes
AC2
AGC
Symp.
Asymp.
Infecté
+
+
7
6
Non infecté
=
+
0
1
Non infecté
-
+
0
5
Non infecté
-
-
352
1276
359
1288
Total
N. gonorrhoeae analyse de l’état d’infection des patients de sexe masculin
Tableau 12 : Écouvillon urétral et échantillon d’urine
NAAT 1
L’état d’infection du
patient
Culture
Test APTIMA
COMBO 2
État des
symptômes
MU
MS
MS
MU
MS
Symp.
Asymp.
Infecté
S.O.
+
+
+
+
1
0
Infecté
-
S.O.
+
S.O.
+
0
1
Infecté
-
S.O.
+
+
+
1
0
Infecté
-
-
+
-
-
1
0
Infecté
-
+
+
+
+
4
1
Infecté
+
S.O.
+
S.O.
+
0
1
Infecté
+
S.O.
+
+
S.O.
8
0
Infecté
+
S.O.
+
+
-
1
0
Infecté
+
S.O.
+
+
+
50
1
Infecté
+
-
+
+
+
4
1
Infecté
+
+
S.O.
+
+
1
0
Infecté
+
+
-
+
+
11
1
Infecté
+
+
+
-
-
1
0
Infecté
+
+
+
-
+
3
0
Infecté
+
+
+
+
S.O.
1
0
Infecté
+
+
+
+
+
229
9
Non infecté
-
-
-
S.O.
-
0
1
Non infecté
-
-
-
S.O.
+
0
1
Non infecté
-
-
-
-
S.O.
17
9
Non infecté
-
-
-
-
-
411
349
Non infecté
-
-
-
-
+
5
10
Non infecté
-
-
-
+
-
1
1
Non infecté
-
-
-
+
+
Total
0
1
750
387
MU = Urine homme ; MS = Écouvillon urétral masculin ; S.O. = Échantillon non obtenu ou
non disponible pour un test.
Test APTIMA COMBO 2
68
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Distribution des RLU des contrôles APTIMA
La distribution des RLU pour le contrôle positif GC / contrôle négatif CT APTIMA et le
contrôle positif CT / contrôle négatif GC APTIMA pour toutes les séries de test APTIMA
COMBO 2 effectuées lors des études d’échantillons cliniques est présentée dans le
tableau 13.
Tableau 13 : Distribution du total de RLU des contrôles de test APTIMA COMBO 2
Total de RLU (x1000)
Contrôle
Statistiques
Étude clinique des
échantillons
endocervicaux et
urétraux mâles sur
écouvillon et d’urine
Maximum
75
Contrôle positif CT / contrôle négatif GC
centile
Médiane
1572
1996
1747
1160
1279
1264
1063
1135
1165
996
933
1024
Minimum
274
174
494
1438
25
Contrôle positif GC / contrôle négatif CT
ème
Étude clinique des Étude clinique des
échantillons de
échantillons
frottis en milieu
vaginaux sur
liquide PreservCyt
écouvillon
ème
centile
Maximum
1359
1420
75ème centile
1202
1255
1288
Médiane
1093
1169
1201
25ème centile
989
1084
1099
Minimum
167
249
166
Étude de précision
Des tests de précision ont été effectués sur trois sites pour obtenir les mesures de
répétabilité et de reproductibilité. Des études de précision ont été effectuées dans le cadre
de l’étude clinique sur les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux mâles sur
écouvillon et d’urine ainsi que dans celle portant sur les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt. Lors de l’étude précédente, chaque site avait reçu trois panels identiques
de 13 échantillons contenant entre 0 et 500 fg de CT rRNA, de 0 à 25 000 fg de GC rRNA,
ou des combinaisons de CT et GC rRNA. Les tests ont été effectués pendant trois jours en
utilisant un lot de kit différent chaque jour. Les statistiques descriptives de l’ensemble des
RLU, de l’intra-cycle, de l’inter-cycle et l’inter-site sont résumées dans le tableau 14a.
Pour l’étude de précision suivante, la reproductibilité a été établie avec un panel de 12
membres généré en enrichissant la solution PreservCyt de 0 à 2000 fg/test de CT et de 0 à
5000 fg/test de GC rRNA, et en aliquotant 1,0 mL dans le tube de prélèvement du kit de
transfert d’échantillon APTIMA. Deux (2) opérateurs sur chacun des trois sites ont effectué
une série par jour pendant trois jours, soit un total de trois séries valides par opérateur. Les
tests ont été effectués en utilisant un lot de kit de test. Les résultats de cette étude de
précision sont résumés dans le tableau 14b.
Dans les deux études, la reproductibilité a été établie en enrichissant le milieu de transport
(STM, solution PreservCyt) avec rRNA. La reproductibilité lors des tests d’échantillons
collectés à l’aide d’un écouvillon, d’urine, ou de frottis en milieu liquide PreservCyt contenant
l’organisme cible n’a pas été déterminée.
Test APTIMA COMBO 2
69
502183FR Rév. C
Performance clinique du test avec les DTS Systems
Tableau 14a : Milieu de transport des écouvillons
Elevée
Moy.
Faible
Négatif
Intra-série
D’une série à l’autre
D’un site à l’autre
N
RLU
moyenne
(x1000)
SD (RLU)
CV (%)
SD (RLU)
CV (%)
SD (RLU)
CV (%)
Ecouvillon
CT
54
1055
76 588
7,3
83 711
7,9
150 332
14,2
Double
écouvillon*
54
2338
93 449
4,0
90 317
3,9
142 898
6,1
Double urine*
54
2281
91 487
4,0
106 715
4,7
152 747
6,7
Ecouvillon
GC
54
1265
30 561
2,4
55 642
4,4
34 413
2,7
Ecouvillon
CT
54
1001
69 831
7,0
77 701
7,8
159 774
16,0
Double
écouvillon*
54
2241
152 377
6,8
58 353
2,6
139 983
6,2
Ecouvillon
GC
54
1249
35 142
2,8
60 638
4,9
46 364
3,7
Ecouvillon
CT
54
1013
61 795
6,1
90 906
9,0
131 207
13,0
Double
écouvillon*
54
2085
286 034
13,7
161 764
7,8
58 837
2,8
Double urine*
54
2201
95 705
4,3
118 760
5,4
106 802
4,9
Ecouvillon
GC
54
1177
42 478
3,6
69 821
5,9
29 836
2,5
Écouvillon
54
7
1301
18,3
2311
32,5
1901
26,8
Urine
54
7
861
12,0
2299
32,1
1994
27,9
Membre du panel
* Les membres du panel doublement positifs contenaient CT et GC rRNA.
Tableau 14b : Solution PreservCyt
Concentration
(fg/test)
CT
N
GC
RLU
Concordance moyenne
(x1000)
Intra-série
SD
(x1000)
CV
(%)
D’une série à
l’autre
SD
(x1000)
CV
(%)
D’un site à l’autre
SD
(x1000)
CV
(%)
D’un opérateur à
l’autre
SD
(x1000)
CV
(%)
0
0
162
97,5 %
9,7
31,6
S.O.
3,4
S.O.
6,4
S.O.
4,7
S.O.
0
5000
54
96,3 %
1296
146
11,3
54,8
4,2
0,0
0,0
0,0
0,0
2000
0
54
100 %
1140
54,1
4,7
79,8
7,0
101
8,9
2,4
0,2
2000
5000
54
100 %
2345
79,6
3,4
78,0
3,3
94,7
4,0
37,9
1,6
0
250
54
100 %
953
114
12,0
0,0
0,0
161
16,9
90,7
9,5
5
0
54
100 %
971
58,3
6,0
71,7
7,4
22,8
2,4
85,0
8,8
1000
2500
54
100 %
2294
114
5,0
88,9
3,9
153
6,7
0,0
0,0
100
250
54
98,1 %
1911
139
7,3
130
6,8
348
18,2
39,7
2,1
5
5000
54
100 %
2136
113
5,3
130
6,1
98,8
4,6
166
7,8
2000
250
54
96,3 %
2044
138
6,7
169
8,3
360
17,6
26,9
1,3
RLU = Unité relative de lumière ; SD = Écart type; CV = Coefficient de variation ; S.O. représente un échantillon non obtenu ou
non disponible pour les membres de panel négatifs.
Les échantillons offrant des résultats discordants ou équivoques ont été inclus dans l’analyse de variabilité du signal.
Pour les valeurs CV et SD équivalent à 0,0 la variabilité due à cette source est très faible comparée aux autres sources de
variation.
Test APTIMA COMBO 2
70
502183FR Rév. C
Performance analytique des DTS Systems
Performance analytique des DTS Systems
Consultez la section Performance analytique du TIGRIS DTS System après le chapitre
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System pour les
caractéristiques de performance analytique spécifiques au TIGRIS DTS System.
Consultez la section Performance analytique du PANTHER System pour les caractéristiques
de performance analytique spécifiques au PANTHER System.
Sensibilité analytique
La sensibilité analytique (limites de détection) à Chlamydia trachomatis a été déterminée en
comparant directement les dilutions des organismes CT dans la culture cellulaire et dans le
test. La sensibilité analytique revendiquée pour le test est d’une unité de formation des
inclusions (Inclusion Forming Unit, IFU) par test (7,25 IFU/écouvillon, 5,0 IFU/mL d’urine, et
9,75 IFU/mL de frottis en solution PreservCyt pour l’ensemble des 15 sérotypes CT (A, B,
Ba, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L1, L2 et L3). Toutefois, les dilutions inférieures à 1,0 IFU/test de
l’ensemble des sérotypes ont donné des résultats positifs avec le test APTIMA COMBO 2.
La sensibilité analytique à Neisseria gonorrhoeaea a été déterminée en comparant
directement les dilutions de 57 isolats cliniques différents par culture cellulaire et avec le test
APTIMA COMBO 2 pour des échantillons sur écouvillon et d’urine et pour 20 isolats cliniques
avec des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt. La sensibilité analytique
revendiquée pour le test est de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 250 cellules/mL
d’urine, et 488 cellules/mL de frottis en solution PreservCyt). Toutefois, toutes les souches
ont donné des résultats positifs avec moins de 50 cellules/test.
Spécificité analytique
Un total de 154 isolats de culture ont été évalués à l’aide du test APTIMA COMBO 2. Ces
isolats comprenaient 86 organismes pouvant être isolés du tractus urogénital et 68
organismes supplémentaires qui représentent un croisement phylogénétique d’organismes.
Les organismes testés comprenaient des bactéries, champignons, levures, parasites et virus.
Tous les organismes à l’exception de C. psittaci, C. pneumoniae, et les virus ont été testés à
1,0 x 106 cellules/test à la fois dans le milieu de transport de l’écouvillon et dans celui de
l’urine. Les organismes Chlamydia et Neisseria ont été testés dans le milieu PreservCyt.
C. psittaci et C. pneumoniae ont été testées à 1,0 x 105 IFU/test. Les virus ont été analysés
de la manière suivante : (a) les virus herpes simplex I et II : 2,5 x 104 TCID50/test, (b)
papillomavirus humain 16 : 2,9 x 106 copies de DNA/test et (c) cytomegalovirus :
4,8 x 105 cellules cultivées infectées/test. Seuls les échantillons CT et GC ont donné des
résultats positifs avec le test APTIMA COMBO 2. La liste des organismes testés est
présentée dans le tableau 15.
Test APTIMA COMBO 2
71
502183FR Rév. C
Performance analytique des DTS Systems
Tableau 15 : Spécificité analytique
Organisme
Organisme
Achromobacter xerosis
Escherichia coli
Organisme
Neisseria mucosa (3)
Acinetobacter calcoaceticus
Flavobacterium meningosepticum
Neisseria sicca (3)
Acinetobacter Iwoffi
Fusobacterium nucleatum
Neisseria subflava (14)
Actinomyces israelii
Gardnerella vaginalis
Neisseria perflava
Actinomyces pyogenes
Gemella haemolysans
Neisseria polysaccharea
Aerococcus viridans
Haemophilus ducreyi
Paracoccus denitrificans
Aeromonas hydrophila
Haemophilus influenzae
Peptostreptococcus anaerobius
Agrobacterium radiobacter
Virus de l’herpès simplex I
Peptostreptococcus productus
Alcaligenes faecalis
Virus de l’herpès simplex II
Plesiomonas shigelloides
Bacillus subtilis
Papillomavirus 16
Propionibacterium acnes
Bacteriodes fragilis
Kingella dentrificans
Proteus mirabilis
Bacteriodes ureolyticus
Kingella kingae
Proteus vulgaris
Bifidobacterium adolescentis
Klebsiella oxytoca
Providencia stuartii
Bifidobacterium brevi
Klebsiella pneumoniae
Pseudomonas aeruginosa
Branhamella catarrhalis
Lactobacillus acidophilus
Pseudomonas fluorescens
Brevibacterium linens
Lactobacillus brevis
Pseudomonas putida
Campylobacter jejuni
Lactobacillus jensonii
Rahnella aquatilis
Candida albicans
Lactobacillus lactis
Rhodospirillum rubrum
Candida glabrata
Legionella pneumophila (2)
Saccharomyces cerevisiae
Candida parapsilosis
Leuconostoc paramensenteroides
Salmonella minnesota
Candida tropicalis
Listeria monocytogenes
Salmonella typhimurium
Chlamydia pneumoniae
Micrococcus luteus
Serratia marcescens
Chlamydia psittaci (2)
Moraxella lacunata
Staphylococcus saprophyticus
Chromobacterium violaceum
Moraxella osloensis
Staphylococcus aureus
Citrobacter freundii
Morganella morganii
Staphylococcus epidermidis
Clostridium perfringens
Mycobacterium smegmatis
Streptococcus agalactiae
Corynebacterium genitalium
Mycoplasma genitalium
Streptococcus bovis
Corynebacterium xerosis
Mycoplasma hominis
Streptococcus mitis
Cryptococcus neoformans
N. meningitidis Sérogroupe A
Streptococcus mutans
Cytomégalovirus
N. meningitidis Sérogroupe B
Streptococcus pneumoniae
Deinococcus radiodurans
N. meningitidis Sérogroupe C (4)
Streptococcus pyogenes
Derxia gummosa
N. meningitidis Sérogroupe D
Streptococcus salivarius
Eikenella corrodens
N. meningitidis Sérogroupe Y
Streptococcus sanguis
Enterobacter aerogenes
N. meningitidis Sérogroupe W135
Streptomyces griseinus
Enterobacter cloacae
Neisseria cinerea (4)
Trichomonas vaginalis
Entercoccus avium
Neisseria dentrificans
Ureaplasma urealyticum
Entercoccus faecalis
Neisseria elongata (3)
Vibrio parahaemolyticus
Entercoccus faecium
Neisseria flava
Yersinia enterocolitica
Erwinia herbicola
Neisseria flavescens (2)
Erysipelothrix rhusiopathiae
Neisseria lactamica (9)
« (n) » représente le nombre de souches testées.
Tous les organismes testés ont produit un résultat négatif dans le test APTIMA COMBO 2 basé sur le type de profil cinétique et
les RLU.
Test APTIMA COMBO 2
72
502183FR Rév. C
Performance analytique des DTS Systems
Substances interférentes
Les substances interférentes suivantes ont été ensemencées individuellement dans des
échantillons d’écouvillon et de solution PreservCyt : sang 10 %, gel contraceptif, spermicide,
hydratant, anesthésiant hémorroïdal, huile corporelle, poudre, crème anti-fongique, lubrifiants
vaginaux, spray intime et leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL). Les substances interférentes
suivantes ont été ensemencées individuellement dans des échantillons d’urine : sang 30 %,
analytes d’urine, protéines, glucose, cétones, bilirubine, nitrates, urobilinogène, pH 4 (acide),
pH 9 (alcalin), leucocytes (1,0 x 106 cellules/mL), débris cellulaires, vitamines, minéraux,
acétaminophène, aspirine et ibuprofène. Toutes ces substances ont été testées pour une
interférence éventuelle au test en l’absence et en présence de CT et GC pour un rRNA
estimé équivalent à 1,0 IFU CT/test (5 fg/test) et 50 cellules GC/test (250 fg/test). Les
équivalents rRNA ont été calculés d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/
cellule de chaque organisme.
Il n’a été relevé aucune interférence avec l’ensemble des substances testées. Aucun
inhibiteur d’amplification n’a été observé avec le test APTIMA COMBO 2.
Récupération
Escherichia coli et Gardnerella vaginalis (2,4 x 105 cellules/test) et Lactobacillus acidophilus,
Gardnerella vaginalis, Bacteroides ureolyticus et Staphylococcus epidermis (1,0 x 108 cellules/
test) ont été ajoutés aux échantillons contenant l’équivalent rRNA d’approximativement
1,0 IFU CT (5 fg) et 50 cellules GC (250 fg). Ces ajouts n’ont pas interféré avec l’amplification
ou la détection de CT ou GC rRNA en utilisant le test APTIMA COMBO 2.
Études de la stabilité des échantillons
A. Échantillons endocervicaux sur écouvillon
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon ont été générées avec
des échantillons sur écouvillon négatifs groupés. Cinq échantillons groupés ont été
ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et
100 CFU par réaction. Les échantillons ensemencés ont été conservés à -70 °C, -20 °C,
4 °C, et 30 °C. Les échantillons ont été testés en double aux jours 0, 20, 35, 60, et 90.
Toutes les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC pour toutes
les durées et toutes les températures.
B. Échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
Les données destinées à confirmer les conditions d’expédition et de conservation
recommandées pour les échantillons de frottis en mileu liquide PreservCyt ont été générées
à partir d’chantillons négatifs groupés de solution PreservCyt. Quatre échantillons groupés
ont été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et
100 CFU par réaction. Les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt étaient placés
à 30 °C pendant 7 jours, puis 1,0 mL de l’échantillon a été ajouté à un tube de transfert
APTIMA. Les échantillons ensemencés ont été maintenus à 4 °C, 10 °C et 30 °C. Les
échantillons conservés à 4 °C et 10 °C ont été testés en double aux jours 0, 6, 13, 26, 30
et 36. Les échantillons conservés à 30 °C ont été testés en double aux jours 0, 5, 8, 14 et
17. Quatre pools d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt ensemencés ont été
ajoutés aux tubes de transfert APTIMA et placés à 30 °C pendant 14 jours avant d’être
conservés à -20 °C ou -70 °C. Les échantillons à -20 °C et ceux à -70 °C ont été testés en
double après 0, 30, 60, 90 et 106 jours de conservation. Toutes les conditions de test
étaient positives pour CT et GC pour toutes les durées et toutes les températures.
Test APTIMA COMBO 2
73
502183FR Rév. C
Performance analytique des DTS Systems
C. Échantillons vaginaux sur écouvillon
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons sur écouvillon vaginaux ont été générées avec des
échantillons sur couvillon négatifs combinés. Quinze pools d’échantillons vaginaux ont
été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 1,0 IFU et
50 CFU par réaction. Les échantillons ensemencés ont été conservés à -70 °C, -20 °C,
4 °C, et 30 °C. Les échantillons ont été testés en utilisant un aliquot aux jours 0, 20, 36,
73, et 114. Toutes les conditions de test étaient positives à la fois pour CT et pour GC
pour toutes les durées et toutes les températures.
D. Échantillons d’urine
Les données destinées à confirmer les conditions de transport et de conservation
recommandées pour les échantillons d’urine ont été générées avec 10 échantillons
d’urine féminins et 10 échantillons d’urine masculins négatifs. Les échantillons d’urine ont
été ensemencés avec CT et GC à des concentrations finales respectives de 10 IFU et
100 CFU par réaction. Les deux jeux d’échantillons d’urine ensemencés ont été
maintenus à 4 °C et 30 °C pendant 24 heures avant d’être ajoutés au Moyen de transport
d’urine (UTM). Les deux jeux d’échantillons UTM ont été maintenus entre 4 °C et 30 °C,
et testés en triple aux jours 0, 1, 5, 20, et 35. Tous les échantillons ont été positifs pour
CT et GC lorsque les échantillons d’urine ont été maintenus à 4 °C avant l’ajout de
l’UTM. Lorsque les échantillons d’urine ont été maintenus à 30 °C avant l’ajout de l’UTM,
tous les échantillons ont été positifs pour CT et 95 % l’ont été pour GC au Jour 35. Ces
mêmes échantillons ont été testés après 116 jours de conservation à -20 °C et -70 °C.
Tous les échantillons ont été positifs pour CT et GC dans les deux conditions de
conservation.
E. Etude de stabilité supplémentaire des échantillons congelés (à -20 °C)
Les données destinées à valider les conditions de conservation à -20 °C préconisées
pour les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux sur écouvillon, vaginaux sur
écouvillon, d’urine féminins et masculins, et de frottis en milieu liquide PreservCyt ont été
obtenues à l’aide de 90 échantillons pour chaque type ayant produit un résultat négatif.
Parmi ces échantillons, 30 d’entre eux ont été ensemencés avec CT et GC à 1,0 IFU et
50 CFU par réaction respectivement, 30 échantillons ont été ensemencés à 0,1 IFU et 5
CFU respectivement, et 30 échantillons n’ont pas été ensemencés. Les échantillons ont
été conservés à -20 °C et puis analysés au jours 0, 200 et 400. Tous les échantillons
ensemencés ont réuni les critères d’acceptation, à savoir une concordance supérieure à
95 % concernant les résultats attendus.
Test APTIMA COMBO 2
74
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Concordance avec le TIGRIS DTS System
La concordance entre les résultats du test APTIMA COMBO 2 générés par le TIGRIS DTS
System entièrement automatique et les DTS Systems semi-automatiques a été évalué en
analysant les échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux mâles sur écouvillon,
d’urine masculins et féminins, vaginaux sur écouvillon et de frottis en milieu liquide
PreservCyt. Chacun des échantillons cliniques a été analysé individuellement avec le test
APTIMA COMBO 2 sur le TIGRIS DTS System et les DTS Systems chez Gen-Probe.
Étude de la concordance des échantillons cliniques - Échantillons endocervicaux et
mâles urétraux sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins
Des sujets masculins et féminins se rendant dans des cliniques pour MST, des centres de
soins d’urgence, des dispensaires, et des centres de planning familial ont été enrôlés dans
sept sites cliniques géographiquement répartis avec des taux de prévalence variant de faible
à élevé pour CT et GC. L’étude de la concordance des échantillons cliniques a évalué la
concordance des deux systèmes en utilisant des échantillons sur écouvillon et d’urine de 485
sujets masculins et 576 sujets féminins. Sur les 1991 échantillons testés, un faible
pourcentage a donné initialement des résultats invalides ou équivoques pour CT ou GC sur
le TIGRIS DTS System (20 ; 1,0 %) et sur les DTS Systems (14 ; 0,7 %). Lors de la
répétition des tests, deux (2) échantillons cliniques ont donné des résultats GC équivoques
sur le TIGRIS DTS System et n’ont pas été inclus dans les calculs d’équivalence. Le
pourcentage de concordance globale ainsi que les pourcentages de concordances positifs et
négatifs ont été calculés. Les échantillons donnant des résultats discordants entre les DTS
Systems et le TIGRIS DTS System ont été testés avec les tests d’amplification TMA
alternatifs pour CT et GC, qui sont des tests d’amplification de l’acide nucléique (nucleic acid
amplification test, NAAT) ciblant les séquences rRNA de CT ou de GC distinctes de celles
ciblées avec le test APTIMA COMBO 2. Des analyses répétitives ont également été
effectuées avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems pour les échantillons dont
les résultats étaient discordants entre le TIGRIS DTS System et les DTS Systems.
Les tableaux 16 et 17 présentent le pourcentage de concordance globale pour tous les
résultats de test appariés obtenus sur le TIGRIS DTS System et les DTS Systems
respectivement pour les échantillons sur écouvillon et d’urine. La concordance globale était
de 98,3 % pour les échantillons sur écouvillon et de 99,2 % pour les échantillons d’urine. Se
référer au tableaux 5a et 9a pour les estimations de la performance du test APTIMA
COMBO 2 avec des échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux mâles sur
écouvillon, ainsi que les échantillons d’urine féminins et masculins testés sur les DTS
Systems. Les estimations de la performance clinique du TIGRIS DTS System avec des
échantillons endocervicaux sur écouvillon, urétraux mâles sur écouvillon ainsi que des
échantillons d’urine masculins et féminins devraient être similaires compte-tenu de la
concordance des résultats.
Test APTIMA COMBO 2
75
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Étude de la concordance des échantillons cliniques – échantillons vaginaux sur
écouvillon et de frottis en milieu liquide PreservCyt
Des sujets féminins se rendant dans des centres pour MST, des dispensaires, et des
cliniques d’obsétrique/gynécologie ont contribué aux échantillons vaginaux sur écouvillon et
aux échantillons de lfrottis en milieu liquide PreservCyt. Les échantillons vaginaux sur
écouvillon ont été transférés directement chez Gen-Probe pour être testés alors que les
échantillons de lfrottis en mileiu liquide PreservCyt Pap ont été traités dans 2 laboratoires de
cytopathologie avant leur transfert. Chez Gen-Probe, les échantillons vaginaux sur écouvillon
et de frottis en milieu liquide PreservCyt ont d’abord été analysés avec le test APTIMA
COMBO 2 sur les DTS Systems. Les échantillons ayant des résultats définitifs invalides ou
équivoques sur les DTS Systems n’ont pas été retenus pour des tests supplémentaires sur
le TIGRIS DTS System. Les échantillons positifs avec le test APTIMA COMBO 2 et un sousensemble d’échantillons négatifs avec le test APTIMA COMBO 2 ont été retenus pour des
analyses comparatives sur le TIGRIS DTS System. Cent soixante-dix (170) échantillons
vaginaux sur écouvillon et 170 échantillons en solution PreservCyt provenant de 181 sujets
féminins ont été testés sur les deux systèmes. La majorité des échantillons (110 échantillons
vaginaux sur écouvillon et 107 échantillons en solution PreservCyt) sélectionnés pour des
tests comparatifs provenaient de femmes symptomatiques. Dix-sept (17) listes de travail ont
été initiées : 13 (76,5 %) étaient valides et 4 (23,5 %) ont été invalidées en raison d’un bruit
de fond élevé détecté au luminomètre de l’appareil. L’appareil présentait des raccords Detect
1 et 2 lâches qui auraient pu laisser l’air pénétrer dans les tubulures ou des quantités
incorrectes de réactifs de détection s’injecter. Ces listes de travail se sont avérées valides
lorsque le test a été répété. Sur les 340 échantillons testés, aucun n’a donné de résultats de
test invalides ou équivoques sur le TIGRIS DTS System.
Les tabeaux 18 et 19 présentent les pourcentages des concordances globales concernant la
détection de CT et GC pour tous les résultats de tests appariés obtenus sur le TIGRIS DTS
System et les DTS Systems pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et les échantillons
de frottis en milieu liquide PreservCyt. Les concordances globales étaient de 98,2 % pour les
échantillons vaginaux sur écouvillon et de 98,2 % pour les échantillons de frottis en milieu
liquide PreservCyt. Se référer aux tableaux 5b, 5c, 9b et 9c pour consulter les estimations de
la performance du test APTIMA COMBO 2 pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et
de frottis en milieu liquide PreservCyt sur les DTS Systems. Les estimations de la
performance clinique pour le TIGRIS DTS System avec des échantillons vaginaux sur
écouvillon et des échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt devraient normalement
être similaires compte-tenu des résultats de la concordance.
Étude de la concordance du panel clinique CT/GC - échantillons endocervicaux et
urétraux masculins sur écouvillon, échantillons d’urine masculins et féminins
L’étude de concordance du panel clinique CT/GC a évalué l’équivalence entre les deux
systèmes en utilisant 13 panels cliniques CT/GC préparés par Gen-Probe et contenant de 0
à 2500 Unités de formation des inclusions (Inclusion Forming Units, IFU)/mL de CT et/ou de
0 à 125 000 Unités formatrices de colonie (Colony Forming Units, CFU)/mL de GC. Les
panels cliniques CT/GC ont été créés à partir d’échantillons sur écouvillon et d’urine collectés
auprès de 222 sujets masculins et de 117 sujets féminins qui ont été définis comme étant
non infectés sur la base de résultats négatifs obtenus avec le test APTIMA COMBO 2 avec
les DTS Systems. Chacun des 13 panels CT/GC consistait en 5 réplicats de chaque type
d’échantillon (écouvillon endocervical, écouvillon urétral mâle, échantillon d’urine féminin,
échantillon d’urine masculin) pour un total de 20 réplicats par panel.
Le tableau 20 présente les pourcentages de concordance avec les résultats CT et GC
prévus pour le TIGRIS DTS System et pour les DTS Systems pour chacun des 13
Test APTIMA COMBO 2
76
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
panels CT/GC. La plage de concentrations s’étendait d’un dixième à 1000 fois les seuils
d’analyse revendiqués pour le test APTIMA COMBO 2, soit 1 IFU/test pour CT et 50 CFU/
test pour GC. Le tableau 20 présente également le pourcentage de concordance globale
(99,3 %) entre les résultats du panel CT/GC avec le TIGRIS DTS System et les DTS
Systems. Les concordances positives et négatives sont présentées dans les tableaux 21 et
22 pour les résultats des panels CT et GC, respectivement. Pour les panels d’écouvillons et
d’urine, les concordances positives étaient respectivement de 100 % et de 96,2 % pour CT,
et tous deux de 100 % pour GC. Les concordances négatives pour les écouvillons et l’urine
étaient respectivement de 100 % et de 98,0 % pour CT, et tous deux de 100 % pour GC.
Trois des 5 réplicats des panels d’urine féminins, dont la concentration était inférieure par un
log au seuil de sensibilité analytique revendiqué pour le test APTIMA COMBO 2 de 1 IFU/
test pour CT, ont donné des résultats CT- sur le TIGRIS DTS System. Un des 5 réplicats du
panel d’urine féminin provenant d’un panel distinct était CT- sur les DTS Systems.
Tableau 16 : Étude de concordance des échantilllons cliniques : résultats pour les échantillons endocervicaux
et uréthraux masculins sur écouvillon1
TIGRIS DTS System
DTS Systems
Total
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
CT+/GC+
30
0
0
0
30
CT+/GC-
0
108
0
2
110
CT-/GC+
12
0
67
0
CT-/GC-
0
12
Total
31
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
96,8 % (83,3-99,9)
5
68
4
796
810
120
69
798
1018
90,0 % (83,2-94,7)
97,1 % (89,9-99,6)
99,7 % (99,1-100)
S.O.
2
3
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,3 % (97,3-99,0)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
1
Données non présentées : les résultats de deux échantillons étaient équivoques pour CT-/GC aussi bien sur le TIGRIS
DTS System que les DTS Systems. Un échantillon a donné un résultat CT-/GC- sur le TIGRIS DTS System, mais un
résultat CT-/GC équivoque sur les DTS Systems. Lorsque cet échantillon a été réanalysé avec le test APTIMA
COMBO 2 sur les DTS Systems, le résultat obtenu était CT-/GC-. L’échantillon a également donné un résultat GCdans un test d’amplification TMA alternatif.
2
1/1 était CT+/GC+ lors du second test sur les DTS Systems et CT+ lors du test d’amplification TMA alternatif.
3
11 échantillons sur 12 ont été réanalysés. 11/11 étaient CT-/GC- lors de leur réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2
sur les DTS Systems. 9/11 étaient CT- lors du test avec le test d’amplification TMA alternatif et 2/11 étaient CT+.
4
2/2 étaient CT-/GC- lors de leur réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et GC- avec le test
d’amplification TMA alternatif.
5
2/2 étaient CT-/GC- lors de leur réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et CT- avec le test
d’amplification TMA alternatif.
Test APTIMA COMBO 2
77
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Tableau 17 : Étude de concordance des échantillons cliniques : résultats pour les échantillons d’urine féminins
et masculins
TIGRIS DTS System
DTS Systems
Total
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
CT+/GC+
32
0
0
0
32
CT+/GC-
0
100
0
1
101
CT-/GC+
0
0
52
0
CT-/GC-
0
8
1
Total
32
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100 % (89,1-100)
3
52
2
776
785
108
53
777
970
92,6 % (85,9-96,7)
98,1 % (89,9-100)
99,9 % (99,3-100)
S.O.
1
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 99,2 % (98,1-99,5)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
7/8 étaient CT-/GC- lors de leur réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et CT- avec le test
d’amplification TMA alternatif.
1/8 étaient CT+/GC- lors de leur réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et CT+ avec le test
d’amplification TMA alternatif.
2
1/1 était CT-/GC- lors de son réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et CG- avec le test
d’amplification TMA alternatif.
3
1/1 était CT-/GC- lors de son réanalyse avec le test APTIMA COMBO 2 sur les DTS Systems et CT+ avec le test
d’amplification TMA alternatif.
1
Tableau 18 : Étude de concordance des échantillons cliniques : résultats pour les échantillons vaginaux sur
écouvillon
TIGRIS DTS System
DTS Systems
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
Total
CT+/GC+
26
0
0
0
26
CT+/GC-
0
44
0
2
46
CT-/GC+
0
0
24
0
24
CT-/GC-
0
0
1
73
74
Total
26
44
25
75
170
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100 % (86,8-100)
100 % (92,0-100)
96,0 % (79,6-99,9)
97,3 % (90,7-99,7)
S.O.
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2 % (94,9 à 99,6)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet
Tableau 19 : Étude de concordance des échantillons cliniques : résultats pour les frottis en milieu liquide
PreservCyt
TIGRIS DTS System
DTS Systems
CT+/GC+
CT+/GC-
CT-/GC+
CT-/GC-
Total
CT+/GC+
26
0
0
0
26
CT+/GC-
0
44
0
1
45
CT-/GC+
0
0
24
0
24
CT-/GC-
0
1
1
73
75
Total
26
45
25
74
170
Pourcentage de
concordance
(IC à 95 %)
100 % (86,8-100)
97,8 % (88,2-99,9)
96,0 % (79,6-99,9)
98,6 % (92,7-100)
S.O.
Pourcentage de concordance globale (IC à 95 %) : 98,2 % (94,9 à 99,6)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, s.o. = sans objet.
Test APTIMA COMBO 2
78
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Tableau 20 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : concordance avec les résultats CT et GC
prévus pour les panels des écouvillons endocervicaux, des écouvillons urétraux mâles, et des échantillons
d’urine masculins et féminins
Concentration des
échantillons du panel1
Membre du panel
CT/GC
Réplicats
CT
GC
TIGRIS
DTS
%
%
concordance concordance
TIGRIS
DTS
%
%
concordance concordance
CT
IFU/mL
GC
CFU/mL
Faible/Faible
2,5
125
20
100
100
Faible/Élevée
2,5
125 000
20
Élevée/Faible
2500
125
20
Élevée/Élevée
2500
125 000
Très faible/Nég.
0,252
0
100
100
100
95
3
100
100
100
100
100
100
20
100
100
100
100
20
854
100
100
100
Faible/Nég.
2,5
0
20
100
100
100
100
Moyen/Nég.
25
0
20
100
100
100
100
Élevée/Nég.
2500
0
20
100
100
100
100
Nég./Très faible
0
12,5
20
100
100
100
100
100
Nég./Faible
0
125
20
100
100
100
Nég./Moyen
0
1250
19
100
100
100
100
Nég./Élevée
0
125 000
20
100
100
100
100
Nég./Nég.
0
0
20
100
100
100
100
Pourcentage de concordance globale entre TIGRIS et DTS (IC à 95 %) : 99,3 % (98,3 à 99,8)
IFU = Inclusion Forming Units (unités de formation d’inclusions), CFU = Colony Forming Units (unités de formation de
colonies), TIGRIS %concordance = concordance entre les résultats attendus et TIGRIS DTS System, DTS %concordance =
concordance entre les résultats attendus et DTS Systems.
1
Un tube de collecte contient environ 2,9 mL de milieu de transport pour les échantillons sur écouvillon et 4,0 mL de milieu
de transport/mélange pour urine pour les échantillons d’urine.
2
La concentration de CT pour cet échantillon du panel clinique CT/GC se situe un log en-dessous du seuil de sensibilité
analytique revendiquée pour le test APTIMA COMBO 2 qui est de 1 IFU/test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine).
3
Un des 5 réplicats du panel d’urine féminin provenant d’un panel distinct était CT- sur les DTS Systems.
4
Trois des 5 réplicats du panel d’urine féminine étaient CT- sur le TIGRIS DTS System.
Tableau 21 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats CT pour les panels endocervicaux,
uréthraux sur écouvillon et d’urine féminine et masculine
Échantillon
N
DTS+
TIGRIS+
n
DTS+
TIGRISn
DTSTIGRIS+
n
DTSTIGRISn
Concordance
positive (IC à 95 %)
Concordance
négative (IC à 95 %)
Écouvillon
129
80
0
0
49
100 (95,5-100)
100 (92,7-100)
Urine
130
76
3
1
50
96,2 (89,3-99,2)
98,0 (89,6-100)
1
2
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, IC = intervalle de confiance.
1
Trois des 5 réplicats du panel d’urine féminine, dont la concentration se situait un log en-dessous du seuil de
sensibilité analytique revendiquée pour le test APTIMA COMBO 2, soit 1 IFU/test pour CT, ont donné des résultats CTsur le TIGRIS DTS System.
2
Un des 5 réplicats du panel d’urine féminine était CT- sur les DTS Systems.
Test APTIMA COMBO 2
79
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Tableau 22 : Étude de la concordance du panel clinique CT/GC : résultats GC pour les panels endocervicaux,
uréthraux sur écouvillon et d’urine féminine et masculine
Échantillon
N
DTS+
TIGRIS+
n
DTS+
TIGRISn
DTSTIGRIS+
n
DTSTIGRISn
Concordance
positive (IC à 95 %)
Concordance
négative (IC à 95 %)
Écouvillon
129
79
0
0
50
100 (95,4-100)
100 (92,9-100)
Urine
130
80
0
0
50
100 (95,5-100)
100 (92,9-100)
+ dénote un résultat positif, - dénote un résultat négatif, IC = intervalle de confiance, TIGRIS = TIGRIS DTS System.
Étude de précision
La précision du TIGRIS DTS System (c.-à-d. la reproductibilité) a été évaluée chez GenProbe et sur un site clinique externe. La précision du test APTIMA COMBO 2 a été évaluée
pour trois TIGRIS DTS Systems sur deux sites d’étude et avec deux lots de kits APTIMA
COMBO 2 et quatre opérateurs. Le tableau 23 présente les données de précision concernant
des mesures RLU pour ce qui est des valeurs moyennes, de l’écart-type (SD), du coefficient
de variation (CV) et du pourcentage de concordance avec les résultats attendus calculés
pour les variabilités entre sites, entre lots, entre opérateurs, entre séries et au sein d’une
même série.
Sur le site externe, deux opérateurs ont réalisé trois listes de travail (autrement dit, des
séries) par lot de kit du test APTIMA COMBO 2 sur un TIGRIS DTS System, effectuant un
total de 6 listes de travail chacun. Chez Gen-Probe, deux opérateurs ont réalisé trois listes
de travail par lot de kit APTIMA COMBO 2 sur chacun des deux TIGRIS DTS Systems,
effectuant ainsi un total de 12 listes de travail chacun. Il y a donc eu au total 36 listes de
travail effectuées. Chaque liste de travail se composait de six panels de précision identiques
de 12 membres contenant de 0 à 2000 fg/test de CT rRNA et/ou de 0 à 2433 fg/test de GC
rRNA. Chaque liste de travail se composait de six panels de précision identiques de 12
membres contenant de 0 à 2000 fg/test de CT rRNA et/ou de 0 à 5000 fg/test de GC rRNA.
Les échantillons des panels contenant CT et GC ont été classés comme ayant des
concentrations de CT faibles (5 ou 100 fg/test), moyennes (1000 fg/test), ou élevées
(≥ 2000 fg/test) et ayant des concentrations de GC faibles (≤ 250 fg/test), moyennes (environ
2400 fg/test), ou élevées (5000 fg/test). La reproductibilité a été établie en ensemançant le
milieu de transport de l’écouvillon avec rRNA. La reproductibilité lors des tests d’échantillons
sur écouvillon et urinaires contenant l’organisme cible n’a pas été déterminée. La précision a
été estimée conformément aux directives NCCLS (NCCLS document EP5-A (22).
Test APTIMA COMBO 2
80
502183FR Rév. C
Concordance des échantillons cliniques pour le TIGRIS DTS System
Tableau 23 : Données de précision pour le TIGRIS DTS System
Conc.
CT
GC
N
Nég.
Nég.
Moyenne
RLU
%
(x1000) Concord.
SD
(RLU
x1000)
CV
(%)
D’un site à
l’autre
D’un lot à
l’autre
D’un opérateur à
l’autre
D’une série à
l’autre
SD
(RLU
x1000)
CV
(%)
SD
(RLU
x1000)
CV
(%)
SD
(RLU
x1000)
CV
(%)
SD
(RLU
x1000)
CV
(%)
4
100
1,25
26,2
0,66
13,9
0,05
1,0
0,08
1,7
0,30
6,4
1216
100
28,5
2,3
61,2
5,0
10,0
0,8
0
0
17,1
1,4
216
1266
100
38,8
3,0
0
0
93,1
7,3
40,8
3,2
40,4
3,1
Elevée Elevée 210
2445
100
54,2
2,2
40,0
1,6
110,3
4,5
28,4
1,1
52,3
2,1
1132
100
30,3
2,6
61,0
5,3
0
0,0
20,7
1,8
18,5
1,6
Nég.
647
Intra-série
Elevée 215
Elevée
Nég.
Nég.
Faible1 217
Nég.
214
1053
100
72,8
6,9
1,5
0,1
73,8
7,0
28,5
2,7
26,9
2,5
Moy.
214
2429
100
48,8
2,0
40,0
1,6
101,1
4,1
0
0
52,9
2,1
Faible1 Faible1 216
2112
99,5
112,3
5,3
84,1
3,9
33,2
1,5
34,2
1,6
52,9
2,5
Faible1 Elevée 216
2282
100
77,3
3,3
97,8
4,2
59,3
2,6
0
0
41,7
1,8
Elevée Faible1 215
2318
100
61,1
2,6
50,7
2,1
86,2
3,7
4,6
0,2
42,4
1,8
Faible
Moy.
1
SD = écart-type, %CV = pourcentage du coefficient de variation, %Concord. = pourcentage de concordance, Conc. =
concentration.
Remarque : la variabilité de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la variabilité due
à ces facteurs est très minime. Si tel est le cas, la variabilité telle que mesurée avec l’écart-type et le %CV est établi à zéro.
Consultez les directives NCCLS approuvées EP5-A (22).
1
Des échantillons de panel à faible concentration ont été ensemencés aux seuils de sensibilité analytique revendiqués pour le
test (5 fg CT rRNA/test, 250 fg GC rRNA/test, ou les deux pour l’échantillon doublement positif). Pour CT, le niveau cible testé
équivaut approximativement à 36 fg/écouvillon et 25 fg/mL d’urine. Pour GC, le niveau cible testé équivaut approximativement à
1800 fg/écouvillon et 1250 fg/mL d’urine. En se basant sur la taille du génome et le rapport estimé DNA/RNA par cellule pour
chaque organisme, 5 fg équivaut à 1 IFU de CT et 250 fg équivaut à 50 cellules de GC.
Test APTIMA COMBO 2
81
502183FR Rév. C
Performance analytique du TIGRIS DTS System
Performance analytique du TIGRIS DTS System
Consultez la section Performance analytique du PANTHER System pour la performance
analytique spécifique au PANTHER System.
Étude de l’équivalence de la sensibilité analytique
Les dilutions de trois sérotypes de CT (E, F, G) associés aux infections de l’appareil génitourinaire ont été testés en parallèle sur trois appareils du TIGRIS DTS System et sur les DTS
Systems. Les sérotypes CT ont été dilués dans le milieu de transport pour écouvillon et un
pool d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de 3 Unités de formation des
inclusions (IFU) par test à 0,1 IFU par test, soit un log au-dessous de la sensibilité analytique
revendiquée pour le test d’une IFU par test (7,25 IFU/écouvillon, 5 IFU/mL d’urine). Le
pourcentage de positivité entre le TIGRIS DTS System et les DTS Systems se situait dans
l’intervalle de confiance à 95 % pour les trois sérotypes jusqu’au seuil de sensibilité analytique
revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné des résultats positifs sur les
deux plate-formes. Dans l’ensemble, la sensibilité était comparable entre le TIGRIS DTS
System et les DTS Systems pour un seuil de détection d’une IFU par test.
Un panel de sensibilité d’un pool d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un pool
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt Pap après traitement ont été préparés à
tune concentration de 5 fg rRNA de CT et 60 réplicats ont été testés sur le TIGRIS DTS
System. Le pourcentage de positivité avec le TIGRIS DTS System (IC à 95 %) était de
100 % (95,1 à 100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1 à 100)
pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement.
Des dilutions de trois isolats cliniques de GC ont été testées en parallèle sur le TIGRIS DTS
System et sur les DTS Systems. Les isolats de GC ont été dilués dans le milieu de transport
pour écouvillon et un pool d’échantillons d’urine traités. Les concentrations variaient de
150 cellules par test à 5 cellules par test, soit un log au-dessous de la sensibilité analytique
revendiquée pour le test de 50 cellules/test (362 cellules/écouvillon, 
250 cellules/mL d’urine). Le pourcentage de positivité entre le TIGRIS DTS System et les
DTS Systems se situait dans l’intervalle de confiance à 95 % pour les trois isolats jusqu’au
seuil de sensibilité analytique revendiqué. Les dilutions inférieures à ce taux ont aussi donné
des résultats positifs sur les deux plate-formes. Dans l’ensemble, la sensibilité était
comparable entre le TIGRIS DTS System et les DTS Systems pour un seuil de détection de
50 cellules par test.
Un panel de sensibilité d’un pool d’échantillons vaginaux et un panel de sensibilité d’un pool
d’échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement ont été préparés à cune
concentration de 250 fg rRNA de GC et 60 réplicats ont été testés sur le TIGRIS DTS
System. Le pourcentage de positivité avec le TIGRIS DTS System (IC à 95 %) était de
100 % (95,1 à 100) pour les échantillons vaginaux sur écouvillon et de 100 % (95,1 à 100)
pour les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement.
Étude des panels cliniques enrichis avec du rRNA CT/GC – échantillons vaginaux sur
écouvillon et échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt
L’étude des panels cliniques enrichis avec du rRNA de CT/GC a évalué lla concordance
entre les deux systèmes en utilisant deux panels cliniques CT/GC préparés par Gen-Probe
et enrichis avec de 0 à 5000 fg rRNA/test de CT et/ou de 0 à 250 000 fg rRNA/test de GC.
Les panels cliniques CT/GC ont été créés à partir d’échantillons vaginaux sur écouvillon et
de frottis en milieu liquide PreservCyt recueillis chez 309 sujets féminins dont les
Test APTIMA COMBO 2
82
502183FR Rév. C
Performance analytique du TIGRIS DTS System
échantillons avaient donné des résultats négatifs avec le test APTIMA COMBO 2 sur les
DTS Systems lorsqu’ils ont été testés chez Gen-Probe. Les échantillons négatifs ont été
groupés par type d’échantillon, ensemencés ou non ensemencés avec du rRNA de CT et/ou
de GC et aliquotés comme réplicats de chaque échantillon du panel. Les réplicats de chacun
des 13 échantillons du panel ensemencés avec des concentrations de rRNA différentes ont
été combinés pour créer un panel clinique pour chaque type de prélèvement. Chaque panel
contenait un total de 132 réplicats.
Un réplicat d’écouvillon vaginal provenant d’un échantillon de panel ayant une très faible
concentration de CT (0,05 fg rRNA/test) a donné un résultat CT équivoque sur les DTS
Systems.
Le tableau 24 présente les pourcentages de concordance pour chaque concentration de
rRNA, respectivement pour les panels d’écouvillons vaginaux et de frottis en milieu liquide
PreservCyt, avec les résultats attendus pour CT et GC sur le TIGRIS DTS System et les
DTS Systems. Les concentrations s’échelonnaient de 1 log en dessous à 3 log au-dessus
des 5 fg rRNA/test pour CT et 250 fg rRNA/test pour GC. Le tableau 24 montre également
les pourcentages de concordance globales (99,2 % pour le panel d’écouvillons vaginaux et
100 % pour le panel de frottis en milieu liquide PreservCyt).
Tableau 24 : Étude clinique de la concordance des panels enrichis avec du rRNA CT/GC : concordance avec
les résultats attendus pour CT et GC pour le panel des écouvillons vaginaux et le panel de lfrottis en milieu
liquide PreservCyt
Membre du
panel
CT/GC
Concentration
(fg de rRNA/
test)
Panel des écouvillons vaginaux
CT
Réplicats
CT
GC
TIGRIS
%
concordance
Panel de frottis en milieu liquide
PreservCyt
GC
DTS
%
concordance
TIGRIS
%
concordance
CT
DTS
%
concordance
TIGRIS
%
concordance
GC
DTS
%
concordance
TIGRIS
%
concordance
DTS
%
concordance
Faible/Faible
5
250
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Faible/Élevée
5
250 000
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Élevée/Faible
5000
250
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Élevée/Élevée
5000
250 000
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Très faible/
Nég.
0,5
0
10
100
88.91
100
100
100
100
100
100
Faible/Nég.
5
0
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Moyen/Nég.
50
0
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Élevée/Nég.
5000
0
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Très
faible
0
25
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Faible
0
250
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Moyen
0
2500
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Élevée
0
250 000
10
100
100
100
100
100
100
100
100
Nég./Nég.
0
0
12
100
100
100
100
100
100
100
100
Pourcentage de concordance globale entre
TIGRIS et DTS (IC à 95 %) :
99,2 % (95,8–100)
Pourcentage de concordance globale
entre TIGRIS et DTS (IC à 95 %):
100 % (97,2–100)
DTS %Concordance = concordance entre les DTS Systems et les résultats attendus, TIGRIS %Concordance = concordance
entre le TIGRIS DTS System et les résultats attendus.
1
1 réplicat sur 10 a donné un résultat CT équivoque sur les DTS Systems et a été exclu de cette analyse. 8/9 ont concordé avec
les résultats attendus. 1/9 a été CT- sur les DTS Systems. La concentration CT de ce membre du panel est 1 log en-dessous de
5 fg rRNA/test.
Test APTIMA COMBO 2
83
502183FR Rév. C
Performance analytique du TIGRIS DTS System
Étude de l’équivalence de la spécificité analytique
Pour un test d’amplification de l’acide nucléique, la spécificité analytique concernant les
organismes individuels est largement déterminée par la chimie du test (par ex., séquences
d’olignucléotides) plutôt que par la plate-forme. Étant donné que les réactifs du test APTIMA
COMBO 2 sont identiques pour le TIGRIS DTS System et les DTS Systems, les
expérimentations de spécificité analytique sur le TIGRIS DTS System étaient destinées à
porter sur les isolats de culture les plus complexes. Parmi ces organismes figuraient ceux
qui sont connus pour avoir une réactivité croisée dans d’autres tests d’amplification. Vingtquatre (24) isolats de culture ont été sélectionnés dans le panel d’organismes du tableau 15,
y compris 3 organismes qui sont très étroitement apparentés à CT et 17 organismes
étroitement apparentés à GC. Tous les organismes testés ont donné des résultats négatifs
sur le TIGRIS DTS System.
Étude de l’équivalence des substances interférentes
Le sang, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons urogénitaux, peut
interférer avec certains tests d’amplification. Le sang total a été utilisé pour établir le degré
d’interférence du sang sur le TIGRIS DTS System et l’équivalence entre le TIGRIS DTS
System et les DTS Systems concernant ce potentiel d’interférence. Du sang frais a été
ajouté aux pools d’écouvillons cliniques, d’écouvillons vaginaux, d’échantillons de frottis en
milieu liquide PreservCyt déjà traités, et d’échantillons d’urine, puis testés pour toute
interférence éventuelle avec le test en l’absence ou en présence de CT et GC cible.
L’équivalent rRNA estimé d’une CT IFU/test (5 fg/test) et de 50 GC cellules/test (250 fg/test)
a été utilisé étant donné qu’il représente la sensibilité analytique du test. Les équivalents
rRNA ont été calculés d’après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de
chaque organisme. Les échantillons ont été testés sur deux TIGRIS DTS Systems. Tous les
échantillons contenant de l’acide nucléique cible ont été positifs lorsqu’ils ont été testés à un
taux de 10 % (vol/vol) de sang dans les échantillons sur écouvillon, les échantillons vaginaux
sur écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt après traitement et
30 % (vol/vol) de sang dans les échantillons d’urine. Tous les échantillons qui ne contenaient
pas la cible ont été correctement identifiés comme étant négatif à CT et GC. Ces résultats
sont identiques à ceux démontrés pour les DTS Systems lorsqu’ils sont enrichis avec les
mêmes quantités de sang.
Le sang ajouté aux écouvillons, écouvillons vaginaux, échantillons de frottis en milieu liquide
PreservCyt après traitement, et échantillons d’urine à des taux bien supérieurs à ce que l’on
pourrait s’attendre avec une collecte d’échantillons normale, n’a pas interféré avec les
résultats sur le TIGRIS DTS System.
Test APTIMA COMBO 2
84
502183FR Rév. C
Performance analytique du TIGRIS DTS System
Études de la contamination de transfert pour le TIGRIS DTS System
Afin d’établir que le TIGRIS DTS System minimise les risques de résultats faussement
positifs liés à une contamination de transfert, une étude analytique de plusieurs jours a été
réalise à l’aide de panels ensemencés sur trois TIGRIS DTS Systems. L’étude a utilisé 20 %
des échantillons avec une valeur cible élevée contenant 1,0 x 109 cellules/réaction, qui ont
été aléatoirement répartis parmi les 80 % d’échantillons négatifs contenant le milieu de
transport de l’écouvillon. Pendant la durée de l’étude, 1372 échantillons avec une valeur
cible élevée et 5516 échantillons négatifs ont été testés sur les trois TIGRIS DTS Systems.
Le taux de contamination de transfert global, résultats faussement positifs et équivoques
compris, a été en moyenne de 0,3 % (18/5491). Au total, 25 échantillons négatifs ont été
signalés comme invalides et exclus des calculs. Une analyse séparée a été effectuée sur un
sous-ensemble de la population de l’étude constitué des échantillons négatifs ayant
immédiatement suivi des résultats positifs avec une valeur cible élevée. Le taux de
contamination de transfert pour ce sous-ensemble de la population, résultats faussement
positifs et équivoques compris, a été en moyenne de 1,1 % (12/1 097). Concernant les
résultats faussement positifs de ce sous-ensemble, le taux de contamination de transfert a
varié de 0 % à 1,1 % sur les trois TIGRIS DTS Systems. Concernant les résultats
équivoques de ce sous-ensemble, le taux de contamination de transfert a varié de 0 % à
0,9 % sur les trois TIGRIS DTS Systems. Ces résultats ont démontré que la contamination
est minimisée sur le TIGRIS DTS System.
Test APTIMA COMBO 2
85
502183FR Rév. C
Performance analytique du PANTHER System
Performance analytique du PANTHER System
Étude de la concordance du panel clinique ensemencé
Des échantillons d’urine individuel pour lesquels des résultats négatifs avaient été obtenus ont
été ensemencés avec CT sérotype G, GC, ou une combinaison de CT et de GC afin de
constituer un panel de 120 échantillons positifs pour CT, 120 échantillons positifs pour GC et
120 échantillons doublement positifs. Les échantillons du panel positifs pour CT ont été
ensemencés avec des microorganismes à des concentrations de 0,25 IFU/mL, 2,5 IFU/mL ou
25 IFU/mL (soit 0,5 fg/test, 5 fg/test ou 50 fg/test). Les échantillons du panel positifs pour GC
ont été ensemencés avec des microorganismes à des concentrations de 12,5 CFU/mL, 
125 CFU/mL ou 1250 CFU/mL (25 fg/test, 250 fg/test ou 2500 fg/test). Les échantillons
doublement positifs ont été ensemencés avec 2,5 IFU/mL (5 fg/test) de CT et 2 500 000 CFU/
mL (5 000 000 fg/test) de GC, ou 25 IFU/mL (50 fg/test) de CT et 1250 CFU/mL (2500 fg/test)
de GC, ou 25 000 IFU/mL (50 000 fg/test) de CT et 125 CFU/mL (250 fg/test) de GC, ou
2,5 IFU/mL (5 fg/test) de CT et 125 CFU/mL (250 fg/test) de GC. De plus, 120 échantillons
d’urine négatifs pour CT et GC ont été collectés. Les trois panels positifs et négatifs ont été
analysés sur trois PANTHER Systems et trois TIGRIS DTS Systems. Le pourcentage de
concordance positive entre le PANTHER System et le TIGRIS DTS System était de 100 %
avec une borne inférieure de l’intervalle de confiance à 95 % située à 99,5 pour CT et GC. Le
pourcentage de concordance négative entre le PANTHER System et le TIGRIS DTS System
était de 99,9 % avec une borne inférieure de l’intervalle de confiance à 95 % située à 99,5. Les
résultats de cette étude sont présentées dans le tableau 25.
Tableau 25 : Étude de la concordance du panel clinique ensemencé : Concordance avec les résultats CT et
GC attendus
Concentration
(IFU ou CFU/mL)
Concentration
(fg/test)
Membre du panel
CT
Réplicats
CT
GC
CT
GC
GC
PANTHER
TIGRIS
PANTHER
TIGRIS
%
%
%
%
concordance concordance concordance concordance
1,2
Panels CT/GC
Faible/Faible
2,5
125
5
250
90
100
100
100
Méd/Méd
25
1250
50
2500
90
100
100
100
100
Faible/Élevée
2,5
2 500 000
5
5 000 000
90
100
100
100
100
Élevée/Faible
25 000
125
50 000
250
90
100
100
100
100
Nég./Très faible
0
12,5
0
25
117*
100
100
100
100
Nég./Faible
0
125
0
250
120
100
100
100
100
Nég./Moyen
0
1250
0
2500
120
100
99,2
100
100
Très faible/Nég.
0,25
0
0,5
0
120
100
100
100
100
Faible/Nég.
2,5
0
5
0
120
100
100
100
100
25
0
50
0
120
100
100
100
100
0
0
0
0
360
100
100
99,7
99,7
Panels GC
Panels CT
100
2,3
1,3
Moyen/Nég.
Panels négatifs
Nég./Nég.
3
*Un échantillon du panel a été préparé incorrectement et a été exclu de l’analyse.
1
Pourcentage de concordance CT positive globale entre TIGRIS DTS System et PANTHER System (IC à 95 %) : 100 % (99,5 à
100).
2
Pourcentage de concordance GC positive globale entre TIGRIS DTS System et PANTHER System (IC à 95 %) : 100 % (99,5 à
100).
3
Pourcentage de concordance négative globale entre TIGRIS DTS System et PANTHER System (IC à 95 %) : 99,9 % (99,5 à 100).
Test APTIMA COMBO 2
86
502183FR Rév. C
Performance analytique du PANTHER System
Étude de sensibilité analytique
La sensibilité analytique du test APTIMA COMBO 2 a été analysée en utilisant trois matrices
d’échantillons représentatives. Ces dernières se composaient d’urine traitée avec du milieu
de transport d’urine (urine transport medium, UTM), du milieu liquide pour frottis PreservCyt
dilué avec du milieu de transport pour écouvillon (swab transport medium, STM) et du STM.
Des pools de ces trois matrices ont été ensemencés avec du rRNA CT et GC aux
concentrations suivantes : 0,5 fg/test, 5 fg/test et 50 fg/test de CT (conc. rRNA équivalentes
de 0,25 IFU/mL, 2,5 IFU/mL et 25 IFU/mL), ou 25 fg/test, 250 fg/test, or 2500 fg/test de GC
(conc. rRNA équivalentes de 12,5 CFU/mL, 125 CFU/mL ou 1250 CFU/mL). Les équivalents
rRNA ont été calculés d après la taille du génome et le ratio estimé DNA:RNA/cellule de
chaque organisme. Ces panels ont été analysés en réplicats de 96 sur trois PANTHER
Systems avec trois lots de réactifs. La concordance avec les résultats attendus a été calculé.
La concordance avec les résultats attendus était de 100 % (IC à 95 % : 96,1 à 100 %) pour
tous les panels d’urine, de 100 %, (IC à 95 % : 96,0 à 100 %) pour tous les panels de frottis
en milieu liquide PreservCyt, et de 100 % (IC à 95 % : 96,1 à 100 %) pour tous les panels
STM. La sensibilité analytique du test était de 2,5 IFU/mL pour CT et de 125 CFU/mL pour
GC.
Étude de reproductibilité
La précision du test APTIMA COMBO 2 a été évaluée sur trois PANTHER Systems et avec
trois lots de kits APTIMA COMBO 2 pendant une période de 24 jours. Des panels ont été
constitués en ensemençant du rRNA de CT et/ou de GC dans du STM aux concentrations
présentées dans le tableau 26. Les opérateurs ont effectué deux séries d’analyses par jour,
chaque échantillon de panels étant présent en duplicat dans les séries. La concordance avec
les résultats attendus a ét calculé et la précision du test a été estimé selon les directives
NCCLS EP5-A2 (24). Le nombre total de réplicats par panel était de 96. Le tableau 26
présente les données de précision concernant des mesures RLU pour ce qui est des valeurs
moyennes, de l’écart-type (SD), du coefficient de variation (CV) et du pourcentage de
concordance avec les résultats attendus calculés pour les variabilités entre instruments,
entre lots, entre séries et au sein d’une même série, ainsi que la variabilité globale.
Test APTIMA COMBO 2
87
502183FR Rév. C
Performance analytique du PANTHER System
Tableau 26 : Précision du test APTIMA COMBO 2 pour le PANTHER System
Matrice
STM
Urine
PreservCyt
CT
GC
(IFU/mL) (CFU/mL)
N*
D’une série à
Entre
Intra-série
Total
Entre lots
RLU
l’autre
instruments
%
moyenne
Concord. SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV
SD
CV
(x1000)
(x1000) (%) (x1000) (%) (x1000) (%) (x1000) (%) (x1000) (%)
6
100
0,06
1
0,88
13,5
0
0
1,02 15,7
1,3
20,1
0
0
96
0,25
0
95
1226
100
70,03
5,7
20,03
1,6
8,43
0,7
47,05
3,8
87,1
7,1
2,5
0
96
1249
100
77,97
6,2
6,11
0,5
0
0
32,87
2,6
84,8
6,8
25
0
95
1268
100
72,85
5,7
15,3
1,2
0
0
39,58
3,1
84,3
6,6
0
12,5
96
1081
100
18,44
1,7
28,59
2,6
0
0
26,68
2,5
43,2
4
0
125
96
1266
100
29,81
2,4
0
0
8,86
0,7
27,58
2,2
41,6
3,3
3,4
0
1250
96
1309
100
29,41
2,2
0
0
9,83
0,8
31,83
2,4
44,4
2,5
125
96
2456
100
86,58
3,5
0
0
0
0
52,99
2,2
101,5
4,1
2,5
2500
96
2509
100
73,13
2,9
0
0
19,8
0,8
46,77
1,9
89
3,5
1000
2500
96
2496
100
31,72
1,3
6,14
0,2
0
0
193,66
7,8
196,3
7,9
1000
125
96
2471
100
83,63
3,4
9,36
0,4
0
0
52,35
2,1
99,1
4
0
0
94
6
100
0,2
3,2
0,66
10,8
0,36
5,9
1
16,3
1,3
21,2
0,25
0
95
863
100
70,73
8,2
165,65 19,2
47,97
5,6
132,27 15,3
228,6
26,5
2,5
0
95
1129
100
56,02
5
89,56
7,9
8,56
0,8
74,19
6,6
129,4
11,5
25
0
96
1246
100
60,45
4,9
13,97
1,1
13,36
1,1
43,03
3,5
76,7
6,2
0
12,5
96
1016
100
18,83
1,9
31,81
3,1
7,88
0,8
49,53
4,9
62,3
6,1
0
125
96
1209
100
49,32
4,1
23,5
1,9
1,68
0,1
40,28
3,3
67,9
5,6
6,2
0
1250
96
1252
100
53,01
4,2
40,34
3,2
7,72
0,6
40,23
3,2
78,2
2,5
125
95
2290
100
73,92
3,2
40,88
1,8
10,43
0,5
56,12
2,5
101,9
4,4
0
0
96
7
100
0
0
0,8
11,7
0
0
1,54
22,4
1,7
24,7
0,25
0
96
1113
100
92,29
8,3
30,08
2,7
0
0
63,57
5,7
116
10,4
2,5
0
96
1194
100
62,54
5,2
24,83
2,1
0
0
47,01
3,9
82,1
6,9
25
0
95
1222
100
65,14
5,3
26,36
2,2
14,67
1,2
34,97
2,9
79,8
6,5
0
12,5
93
994
100
33,28
3,3
36,92
3,7
15,97
1,6
26,15
2,6
58,4
5,9
0
125
95
1189
100
40,1
3,4
4,45
0,4
10,87
0,9
21,44
1,8
47
4
0
1250
95
1239
100
37,69
3
7,47
0,6
13,61
1,1
18,04
1,5
44,6
3,6
2,5
125
95
2333
100
99,68
4,3
35,27
1,5
12,61
0,5
48,86
2,1
117,2
5
Remarque : La variabilité de certains facteurs peut être numériquement négative, phénomène pouvant survenir si la variabilité due
à ces facteurs est très minime. Dans ces cas, SD = 0 et CV = 0 %.
* Nombre total de réplicats pour chaque panel = 96. Dans certaines séries spécifiques, les réplicats individuels invalides n’ont pas
été réanalysés.
Spécificité analytique
La spécificité analytique n’a pas été évaluée pour le PANTHER System. Se référer au
chapitre Performance analytique du TIGRIS DTS System pour l’Étude de l’équivalence de la
spécificité analytique.
Étude de l’équivalence des substances interférentes
Le sang, une substance que l’on trouve couramment dans les échantillons urogénitaux, peut
interférer avec certains tests d’amplification. Le degré d’interférence éventuel produit par la
présence de sang a été déterminé en utilisant du sang entier. Cette interférence potentielle
au niveau de la détection de la présence ou de l’absence de CT et de GT a été évaluée en
rajoutant du sang frais aux pools cliniques d’échantillons vaginaux sur écouvillon, de frottis
en milieu liquide PreservCyt traités et d’urine. Des concentrations équivalentes estimées de
Test APTIMA COMBO 2
88
502183FR Rév. C
Bibliographie
rRNA de 1 IFU/test (5 fg/test) de CT et de 50 cellules de GC/test (250 fg/test) ont été
utilisées car elles correspondent à la sensibilité analytique du test. Les échantillons ont été
analysés sur le PANTHER System. Tous les échantillons contenant de l’acide nucléique cible
étaient positifs lorsqu’ils étaient testés à une concentration de 10 % (vol/vol) de sang dans
les échantillons sur écouvillon, les échantillons de frottis en milieu liquide PreservCyt, ou de
30 % (vol/vol) de sang dans les échantillons d’urine. Tous les échantillons qui ne contenaient
pas la cible ont été correctement identifiés comme étant négatif à CT et GC. Ces résultats
sont identiques à ceux démontrés pour le TIGRIS DTS System lorsque les mêmes quantités
de sang leur sont rajoutées. La présence de sang dans les échantillons sur écouvillon, de
PreservCyt et d’urine à des niveaux bien supérieurs à ceux attendus lors du recueil normal
d’échantillons n’a pas interféré avec les résultats produits par le PANTHER System.
Études de contamination par transfert pour le PANTHER System
Afin d’établir que le PANTHER System minimise les risques de résultats faussement positifs
liés à une contamination par transfert, une étude analytique a été réalisée sur plusieurs
séries et sur trois PANTHER Systems à l’aide de panels ensemencés. La contamination de
transfert a été évaluée en répartissant des échantillons avec un titre élevé de GC parmi les
échantillons négatifs (environ 20 % du total). Les séries comprenaient des regroupements d
échantillons fortement positifs et des regroupements d échantillons négatifs ainsi que des
échantillons fortement positifs isolés disposés de manière spécifique dans la série. Les
échantillons à titre élevés étaient préparés en ajoutant du rRNA de GC dans du STM pour
obtenir une concentration finale de 5 x 105 fg rRNA/réaction (conc. équivalente de rRNA de
2,5 x 105 CFU/mL). Les analyses ont été effectuées pour 5 séries sur chacun des trois
PANTHER Systems, soit un total de 2936 échantillons négatifs. Le taux de contamination de
transfert global était de 0 % avec un intervalle de confiance de 95 % (0 à 0,1 %). Quatre
échantillons négatifs ont été signalés comme invalides et exclus des calculs.
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